nozokomiyal infeksiyonlara neden olan bakterilerin hastane
advertisement
EGE ÜNøVERSøTESø FEN BøLøMLERø ENSTøTÜSÜ (YÜKSEK LøSANS TEZø) NOZOKOMøYAL øNFEKSøYONLARA NEDEN OLAN BAKTERøLERøN HASTANE ATMOSFERøNDEN øZOLASYONU VE øDENTøFøKASYONU ÜZERøNE BøR ÇALIùMA Nergüze AYDIN ÇAKIR Biyoloji Anabilim Dalı Bilim Dalı Kodu: 401.01.04 Sunuú Tarihi: 19.10.2007 Tez Danıúmanı: Prof. Dr. Füsun UÇAR Bornova-øZMøR II III Nergüze AYDIN ÇAKIR tarafından YÜKSEK LøSANS tezi olarak sunulan Bakterilerin “Nozokomiyal Hastane ønfeksiyonlara Atmosferinden Neden Olan øzolasyonu ve ødentifikasyonu Üzerine Bir Çalıúma” baúlıklı bu çalıúma E.Ü. Lisansüstü E÷itim ve Ö÷retim Yönetmeli÷i ile E.Ü. Fen Bilimleri Enstitüsü E÷itim ve Ö÷retim Yönergesi’nin ilgili hükümleri uyarınca tarafımızdan de÷erlendirilerek savunmaya de÷er bulunmuú ve 19.10.2007 .tarihinde yapılan tez savunma sınavında aday oy birli÷i / oy çoklu÷u ile baúarılı bulunmuútur. Jüri Üyeleri: ømza Jüri Baúkanı : Prof. Dr. Füsun UÇAR ............... Raportör Üye: Prof. Dr. A. Usame TAMER ............... Üye ................ : Prof. Dr. Sanver EKMEKÇø IV V ÖZET NOZOKOMøYAL øNFEKSøYONLARA NEDEN OLAN BAKTERøLERøN HASTANE ATMOSFERøNDEN øZOLASYONU ve øDENTøFøKASYONU ÜZERøNE BøR ÇALIùMA AYDIN ÇAKIR, Nergüze Yüksek Lisans Tezi, Biyoloji Bölümü Tez Yöneticisi: Prof. Dr. Füsun UÇAR Ekim 2007, 181 sayfa Bu çalıúmada, Aralık 2006 - Mart 2007 tarihleri arasında, øzmir’deki iki ayrı hastanenin hasta odaları ve servis koridorlarından ayda 1 kez , ameliyathane bölümlerinden, dezenfeksiyondan önce ve sonra olmak üzere ayda 2 kez hava örnekleri alınmıútır. Örnekleme süresince, mikrobiyal hava örnekleme cihazı (MAS 100 Eco, Merck) yardımıyla, toplam 99 farklı noktadan, 429 hava örne÷i alınmıútır. øzolasyonda seçici ve ayırtedici besiyerler kullanılmıú ve hava örnekleri özellikle Staphylococcus aureus, koagulaz negatif stafilokok türleri (KNS), enterokoklar ve Pseudomonas aeruginosa açısından incelenmiútir. Hasta odaları ve servis koridorlarının hava örneklerindeki toplam canlı sayısı, 1 nolu hastanede 224,44 (±164,21) cfu/m3, 2 nolu hastanede 536,66 (±409,86) cfu/m3 bulunurken, ameliyathane bölümlerinin hava örneklerindeki ortalama canlı sayısı, 1 nolu hastanede, dezenfeksiyondan önce 12 (±14,85) cfu/m3, dezenfeksiyondan sonra 29 (±41,19) cfu/m3 bulunurken, 2 nolu VI hastanede dezenfeksiyondan önce 22,33 (±20,60) cfu/m3, dezenfeksiyondan sonra 18 (±19,98) cfu/m3 olarak bulunmuútur. ødentifikasyonda, (Biomeruaeux, France) konvansiyonel metodlar ve Api Staph ile Api 20 Strep (Biomeruaeux, France) identifikasyon panellerinden yararlanılmıú ve sonuçta, 84 stafilokok izolatından, 7 suú koagulaz (+), 29 suú koagulaz (-) olmak üzere toplam 36 suú ( % 42,85) S. aureus, 19 suú (% 22,61) S. xylosus, 13 suú (%15,47) S. haemolyticus, 7 suú (%8,33) S. hominis, 3 suú (% 3,57) S. lentus, 2 suú (% 2,38) S. lugdunensis, 1 suú (% 1,19) S. epidermidis, 1 suú (% 1,19) S. saprophyticus, 1 suú (% 1,19) S. warneri ve 1 suú (% 1,19) da S. chromogenes olarak tanılanmıútır. 12 enterokok izolatından 3 tanesi Aerococcus viridans 1 olarak tanılanırken, 9 tane Enterococcus spp. ‘den 7 ‘si (% 76,6) E. faecium ve 2 ‘si (%22,2) de E. faecalis olarak tanılanmıútır. Hava örneklerinde P. aeruginosa’ ya rastlanmamıútır. Elde edilen strainlerin antibiyotik duyarlılıkları, NCCLS standartlarına uyularak, Kirby-Bauer disk difüzyon yöntemi ile tespit edilmiútir. Sonuç olarak, hastane atmosferi, taúıdı÷ı mikrobiyal yük nedeniyle ço÷u nozokomiyal infeksiyon açısından potansiyel bir kaynak olabilir. Bu nedenle, hastanelerde özellikle ameliyathane ve yo÷un bakım ünitesi gibi riskli alanlardaki havanın rutin mikrobiyolojik kontrolleri de yapılmalı ve gerekli önlemler alınmalıdır. Anahtar kelimeler: Nosocomial infection, hospital air, KNS, Staphylococcus aureus, Enterococcus ssp. VII ABSTRACT A STUDY OF ISOLATION AND IDENTIFICATION OF BACTERIA CAUSED NOSOCOMIAL INFECTIONS FROM HOSPITAL AIR AYDIN ÇAKIR, Nergüze Msc in Biology Department Supervisor: Prof. Dr. Füsun UÇAR October 2007, 181 pages In this study, air samples were taken from patient rooms monthly and from operating rooms twice a month, before and after disinfection, in two hospitals in øzmir, between the December 2006 – March 2007. During the sampling, 429 air samples were taken in 99 parts of the hospitals with microbial monitoring system (MAS 100 Eco, Merck) . Selective and differentiating culture media were used for isolation and Staphylococcus Staphylococcus (CNS), aureus, Enterococcus ssp. Coagulase and Negative Pseudomonas aeruginosa were researched on air samples. Total counts of air samples on PCA for patient rooms, 1 and 2 number hospital, respectively, with a median of 224,44 (±164,21) cfu/m3, 536,66 (±409,86) cfu/m3, for operating rooms, before disinfection, in 1 and 2 number hospital, respectively, with a median of 12 (±14,85) cfu/m3 and 22,33 (±20,60) cfu/m3, after disinfection, 29 (±41,19) cfu/m3 and 18 (±19,98) cfu/m3. Conventional methods and also Api Staph and Api 20 Strep (Biomeriaeux, France) identification panels were used for identification of isolates. Eventually; 36 strains ( % 42,85) as S. aureus (7 of 36 VIII strains were coagulase positive, others were coagulase negative ), 19 strains (% 22,61) as S. xylosus, 13 strains (%15,47) as S. haemolyticus, 7 strains (%8,33) as S. hominis, 3 strains (% 3,57) as S. lentus, 2 strains (% 2,38) as S. lugdunensis, 1 strain (% 1,19) as S. epidermidis, 1 strain (% 1,19) as S. sapprophyticus, 1 strain (% 1,19) as S. warneri and 1 strain (% 1,19) as S. chromogenes were defined from 84 Staphylococcus isolates. 3 strains (% 100) as Aerococcus viridans 1, 7 isolates (% 76,6) as E. faecium and 2 isolates (%22,2) as E. faecalis were defined from Enterococcus isolates. Pseudomonas aeruginosa was not encountered on air samples. Antibiotic Sensitivity Tests were made according to NCCLS with Kirby- Bauer Disc Diffussion Method. As a result, hospital air may be a potential source for many nosocomial infections because of microbial load carried. For the reason, routine microbiological controls of hospital air in the especially risky areas like intensive care units and operating rooms should be made and should be taken the necessary measurements. Keywords: Nosocomial infection, hospital air, Staphylococcus aureus, KNS, IX TEùEKKÜR Bu araútırma konusunu öneren ve çalıúmam süresince bilgi ve tecrübelerini esirgemeyen de÷erli hocam , sayın Prof. Dr. Füsun UÇAR’ a teúekkürlerimi sunarım. Çalıúmalarım esnasındaki tüm yardımlarından dolayı, Biyoloji Bölümü Temel ve Endüstriyel Mikrobiyoloji Anabilim Dalı personeline, yüksek lisans ve doktora e÷itimlerini sürdüren arkadaúlarıma ve her zaman yanımda olan aileme teúekkür ederim. X XI øÇøNDEKøLER Sayfa ÖZET................................................................................................. V ABSTRACT ..................................................................................... VII TEùEKKÜR ...................................................................................... IX ùEKøLLER DøZøNø ..........................................................................XIV ÇøZELGELER DøZøNø .....................................................................XVI KISALTMALAR.............................................................................XVIII 1. GøRøù ............................................................................................ 1 2. LøTERATÜR ÖZETø ....................................................................... 6 2.1 Nozokomiyal ønfeksiyonlar .......................................................... 6 2.1.1 Nozokomiyal infeksiyonların tanımlanması............................... 6 2.1.2 Nozokomiyal infeksiyonlar ile ilgili çalıúmalar .......................... 9 2.1.3 Türkiye’deki çalıúmalar .......................................................... 13 2.1.4 Nozokomiyal infeksiyonların sınıflandırması........................... 17 2.1.5 Sık görülen nozokomiyal infeksiyonlar ve etmenleri ............... 18 2.1.6 Antibiyotiklere direnç .............................................................. 23 2.2 Nozokomiyal ønfeksiyonların Oluúumu....................................... 26 2.2.1 Nozokomiyal infeksiyonların oluúumunda etkili faktörler......... 26 2.2.2 Nozokomiyal infeksiyonların bulaúma yolları ......................... 30 2.2.3 Nozokomiyal infeksiyon riskini arttıran etmenler .................... 31 XII øÇøNDEKøLER (devam) Sayfa 2.3 Hastane Atmosferi .................................................................... 32 2.3.1 Hastane atmosferini etkileyen faktörler................................... 32 2.3.2 Temiz odalar .......................................................................... 34 2.3.2.1 Hastane ortamlarında temiz odalar...................................... 34 2.4 Hastane ønfeksiyon Kontrolü ..................................................... 35 2.4.1 Alınması gereken önlemler ................................................... 38 2.4.2 Havalandırma ve havalandırma sistemleri ........................... 39 2.4.3 Cansız yüzeylerin temizli÷i.................................................... 41 2.4.4 Temiz oda standartları .......................................................... 44 2.4.5 Ülkemizde uygulanan standartlar ........................................... 47 3. MATERYAL VE METOTLAR ....................................................... 48 3.1 Materyal..................................................................................... 48 3.1.1 Hava örnekleri ....................................................................... 48 3.1.2 Bakterilerin identifikasyonunda kullanılan kontrol suúlar......... 53 3.1.3 øzolasyon ve identifikasyonda kullanılan besiyerleri................ 53 3.1.4 Kullanılan çözelti ve boyalar .................................................. 66 3.1.5 Kullanılan test stripleri ve identifikasyon panelleri................... 71 3.1.6 Antibiyogram testlerinde kullanılan antibiyotikler .................... 72 3.2. Metotlar .................................................................................... 72 3.2.1 Toplam canlı sayıları............................................................... 72 3.2.2 Bakterilerin øzolasyonu ........................................................... 72 3.2.3 Bakterilerin identifikasyonunda kullanılan testler .................... 74 XIII øÇøNDEKøLER (devam) Sayfa 3.2.4 ødentifikasyon için hazır panellerin uygulanması..................... 92 3.2.5 Antibiyotik duyarlılık testleri ................................................... 93 4. BULGULAR ................................................................................. 97 4.1 Hava Örneklerindeki Toplam Canlı Sayıları............................... 97 4.2 øzolatların Elde Edilmesi ......................................................... 100 4.3 øzolatların Tanılanması ........................................................... 103 4.3.1 Tanılanan øzolatlar ............................................................... 115 4.4 Antibiyotik Duyarlılık Testi Sonuçları ....................................... 121 4.5 øzolatların Dahil Oldu÷u Genusların Özellikleri ....................... 129 4.5.1Staphylococcus genusunun özellikleri ................................... 130 4.5.2 Enterococcus genusunun özellikleri ..................................... 138 4.5.3 Aerococcus genusunun özellikleri ....................................... 142 4.5.4 Pseudomonas aeruginosa’nın özellikleri .............................. 142 5. SONUÇ – TARTIùMA ............................................................... 145 6. KAYNAKLAR DøZøNø ................................................................. 165 ÖZGEÇMøù .................................................................................. 181 XIV ùEKøLLER DøZøNø ùekil Sayfa 2.1: Mikroorganizma – partikül iliúkisi .............................................. 33 3.1: Mikrobiyal Hava Örnekleme Cihazı .......................................... 49 3.2: Hava örnekleme cihazının çalıúma úeması ............................. 49 3.3: Pıhtılaúma mekanizması .......................................................... 81 3.4: Ürenin hidroliz reaksiyonu ....................................................... 87 3.5: ONPG’nin beta-galaktosidaz enzimi yardımıyla hidrolizi ......... 90 4.1: 24 saat inkübasyondan sonra PCA’da sayılan koloniler ........... 97 4.2: 48 saat inkübasyondan sonra BPA’daki koloniler .................. 101 4.3: 24 saat inkübasyondan sonra CNA Agar’daki koloniler ......... 101 4.4: 72 saat inkübasyondan sonra KEAA’daki koloniler ................ 102 4.5: Gram boyama ile boyanmıú bazı stafilokok hücrelerinin 100x16’lık büyütmede mikroskobik görüntüleri ..................... 111 4.6: Gram boyama ile boyanmıú enterokok hücrelerinin 100x16’lık büyütmede mikroskobik görüntüleri...................... 111 4.7: Bazı stafilokok izolatlarının pozitif katalaz sonucu ................. 112 4.8: Stafilokok izolatlarının FTO’da büyüme testi negatif sonucu .. 112 4.9: ønkübasyondan önce O/F tüpleri ............................................ 112 4.10: 7 gün inkübasyondan sonra O/F tüpleri ndeki renk de÷iúimi 112 4.11: Koagulaz testi görüntüleri .................................................... 112 4.12: MSA’da büyüme ve mannitolün fermentasyonu .................. 112 4.13: Beta hemoliz yapan bazı suúların Kan Agar’daki görüntüleri 113 4.14: Nitrat redüksiyon testinin kontrol görüntüleri ........................ 113 4.15: Bazı izolatların alkalen fosfataz testi sonuçları ..................... 113 XV ùEKøLLER DøZøNø (devam) ùekil Sayfa 4.16: Bazı izolatların anaerobik büyüme görüntüleri .................... 113 4.17: Bazı izolatların arginin dihidrolaz testi sonuçları................... 113 4.18: Bazı izolatların DNase testi pozitif sonuç görüntüleri ........... 113 4.19: Bazı izolatların üreaz testi sonuç görüntüleri ....................... 114 4.20: Bazı izolatların oksidaz testi sonuç görüntüleri ..................... 114 4.21: Karbonhidratların fermentasyondaki renk de÷iúimleri .......... 114 4.22: Beta galaktosidaz testi sonuç görüntüleri............................. 114 4.23: P Agar’ daki kolonilerin görüntüleri ...................................... 114 4.24: Enterokokların potasyum tellüriti indirgemesi ...................... 114 4.25: Aerococcus viridans 1 (ID: % 99,6 ; T: 0,59) ....................... 116 4.26: Enterococcus faecium (ID: % 98,8 ; T: 0,8) ......................... 116 4.27: Enterococcus faecalis (ID: % 99,7 ; T: 0,6) ......................... 117 4.28: Staphylococcus aureus (ID: % 97,8 ; T: 1,0) ....................... 117 4.29: Staphylococcus xylosus (ID: % 99,8 ; T: 0,58) .................... 117 4.30: Antibiyotik disklerinin bazı izolatların büyüme ortamında oluúturdu÷u zonlar................................................................. 122 XVI ÇøZELGELER DøZøNø Çizelge Sayfa 2.1: Hastane kaynaklı pnömoniye sebep olan bakterilerin yıllara göre oranı ......................................................................... 8 2.2: Klinik bakterilerin cansız kuru yüzeylerde direnme süreleri....... 28 2.3: ISO 14644-1 standardına göre temiz oda sınıflandırmaları....... 45 2.4: Air microbe index’e göre referans standartlar ........................... 46 2.5: Orta ve yüksek riskli bir hastane alanında, 1 m3 ‘de olması gereken maximum canlı sayısı ile ilgili belirtilen de÷erler ......... 46 3.1: 1 Nolu Hastanede Örnek Alınan Noktalar ve Besiyerlerine Alınan Örnek Sayıları ......................................... 51 3.2: 2 nolu Hastanede Örnek Alınan Noktalar ve Besiyerlerine Alınan Örnek Sayıları ......................................... 51 3.3: Katalaz reaksiyonu ve sitokromların varlı÷ına göre fakültatif anaerobik generanın ayrımı ....................................... 75 3.4: Gram pozitif kokları genus düzeyinde ayırt edici özellikler ....... 75 3.5: Fermentasyon testlerinde kullanılan karbonhidratlar ................ 89 3.6: Oluúan zon çaplarına göre, Enterococcus ssp.’nin antimikrobik ilaçlara duyarlılık durumu ve eúde÷er MøK sınır de÷erleri ................................................................................... 95 3.7: Oluúan zon çaplarına göre, Staphylococcus ssp.’nin antimikrobik ilaçlara duyarlılık durumu ve eúde÷er MøK sınır de÷erleri ................................................................................... 96 4.1: 2. Sınıf ortamlardaki hava örneklerinden elde edilen toplam canlı sayıları ............................................................................. 98 4.2: 1 nolu hastanenin prematüre odasının ortalama canlı sayısı .... 99 XVII ÇøZELGELER DøZøNø (devam) Çizelge Sayfa 4.3: 1 nolu hastanenin 1. sınıf ortamlarındaki havada dezenfeksiyondan önce ve sonra ölçülen toplam canlı sayıları ...................................................................................... 99 4.4: 2 nolu hastanenin 1. sınıf ortamlarındaki havada dezenfeksiyondan önce ve sonra ölçülen toplam canlı sayıları .............................................................................................. 100 4.5: Staphylococcus izolatlarının morfolojik ve biyokimyasal testlerden elde edilen sonuçları ............................................ 104 4.6: Enterococcus izolatlarının morfolojik ve biyokimyasal testlerden elde edilen sonuçları ............................................................ 110 4.7: Konvansiyonel Testlerle ve Api Staph øle Tanılanan Staphylococcus Türleri ......................................................... 118 4.8 : Konvansiyonel Testlerle ve Api 20 Strep øle Tanılanan Enterococcus ve Aerococcus Türleri .................................... 121 4.9: Stafilokok Suúlarının Antibiyotik Duyarlılık Zon Çapları......... 122 4.10: Tanılanan Stafilokok Suúlarının Antibiyotiklere Direnç Oranları ..................................................................... 125 4.11: Enterococcus ve Aerococcus Türlerinin Antibiyotik Duyarlılık Zon Çapları .................................................................................. 126 4.12 Tanılanan Enterococcus Suúlarının Antibiyotiklere Direnç Oranları ................................................................................. 126 XVIII SøMGELER VE KISALTMALAR Simgeler Açıklama cfu Koloni oluúturan birim pH Asitlik derecesi µm Mikrometre Kısaltmalar BPA Baird-Parker Agar CA Cetrimide Agar CDC Hastalık Önleme ve Kontrol Merkezi CNA Columbia Nalidiksik Asit Agar EPA Çevre Koruma Ajansı HICPAC Halk Sa÷lı÷ı ønfeksiyon Kontrol ve Uygulama Tavsiyesi KEAA Kanamycin Esculin Azide Agar KNS Koagulaz Negatif Stafilokok MRSA Metisiline Dirençli S. aureus MSSA Metisiline Duyarlı S. aureus NA Nutrient Agar NB Nutrient Broth NNIS Uluslararası Nozokomiyal ønfeksiyon Surveyansı PAp Pseudomonas Agar P PCA Plate Count Agar pNPP p-Nitro Phenyl Phosphate Disodium TB Tüberküloz Basili TSA Tryptik Soy Agar TSB Triptik Soy Broth VRE Vankomisine Dirençli Enterokok 1 1. GøRøù Hastane infeksiyonları olarak da bilinen nozokomiyal infeksiyonlar, hastaneye baúvuru anında inkübasyon döneminde olmayan, hastaların hastaneye baúvurularından 48-72 saat sonra geliúen veya hastanede geliúmesine ra÷men bazen hasta taburcu olduktan sonra ortaya çıkabilen infeksiyonlar olarak tanımlanmaktadır (Uzun, 1997). Hastane infeksiyonları tüm dünyada oldu÷u gibi, ülkemizde de giderek önem kazanan ciddi bir sorundur. Mortalite ve morbiditedeki artıúla birlikte, hastanede yatıú süresinin uzamasına ve tedavi maliyetlerinin artıúına neden olmaktadır Sadece Amerika Birleúik Devletleri’nde her yıl ortalama 2 milyon nozokomiyal infeksiyon geliúti÷i, bunun da 2 milyar dolar ek tedavi maliyeti oluúturdu÷u bildirilmiútir (øncecik, 2002). Bu sebeple, A.B.D’de 1970 yılından beri olmak üzere “Ulusal Nozokomiyal ønfeksiyonları øzleme Sistemi (NNIS)” adı altında veriler toplanmakta ve Amerikan hastanelerindeki hastane infeksiyonları de÷erlendirilmektedir (NNIS, 2001). Hastane ønfeksiyonlarının sürveyansındaki temel amaç, nozokomiyal infeksiyonların azaltılması için stratejiler geliútirilmesidir. Do÷ru stratejilerin geliútirilmesi, her hastanenin kendi hasta profilini, hastane florasını oluúturan mikroorganizmaları, bunların direnç paternlerini, her bölümdeki hastane infeksiyonu da÷ılımını ve sıklı÷ını bilmesi ile mümkündür ( Perl, 1997). Hastane infeksiyonlarına, çeúitli bakteriler, funguslar, parazitler ve virüsler neden olmaktadır. Bunlar, hastanın normal florasında bulunan ve immün sistemin baskılandı÷ı durumlarda infeksiyon etkeni haline gelen fırsatçı mikroorganizmalar olabilir ya da sa÷lık personeli, 2 ziyaretçiler, di÷er hastalar, kontamine tıbbi ekipmanlar, ortam havası gibi dıú etkenlerle taúınıp hastayı enfekte edebilirler (Erkmen, 1994). Mikroorganizmalar, özellikle cansız yüzeylerde ve havada partiküllere tutunmuú olarak, bulunabilmektedir. personelinin Hastanede elleri karúılaúmaktadır. hatta dezenfektan solüsyonlarında aracılı÷ı Hastanın yatan ile deri hastalar, etken sıklıkla sa÷lık mikroorganizmalarla bütünlü÷ünü veya mukoza bariyerlerini bozan uygulamalar da infeksiyon riskini arttırmaktadır. Hastane içerisinde özellikle yo÷un bakımlar, onkoloji üniteleri, yenido÷an üniteleri gibi riskli ünitelerdeki inúaatlar, yine hava yoluyla Aspergillus gibi fungus infeksiyonlarını da önemli ölçüde artırmaktadır. Havalandırma sistemlerinin Aspergillus türleri ile, sıcak su ve klima sistemlerinin Legionella türleri ile kontaminasyonu bu mikroorganizmalarla geliúen infeksiyonlara neden olabilmektedir (øncecik,2002) Hava; bakteri, mantar ve virüslerin sürekli yaúadı÷ı bir ortam de÷ildir. Özellikle bakteri ve mantarlar vejetatif halde bulunmazlar. Bakteriler ancak bir kirlenme sonucu (tozlarla, tükrük damlacıkları vb.) havaya geçerler. Mantarlar ise sporları ile taúınırlar. Genelde mikroorganizmalar bu kirlenmeler ile havaya karıúmalarına ra÷men havada uzun süre yaúamazlar. Ancak, insanlar için önemli hastalık etkenlerinin havadaki ömürleri nispeten yüksektir. Örne÷in, M. tuberculosis, E.coli’ye göre havada daha uzun süre hayatını sürdürebilmektedir (Gönüllü vd., 2002). Hastane infeksiyonlarına neden olan mikroorganizmaların sıklı÷ı ve antibiyotik duyarlılıkları hastaneden hastaneye ve de÷iúik birimlere göre farklılıklar göstermektedir. Aynı hastane içerisinde bile zamanla iliúkili olarak de÷iúiklikler olabilmektedir. Ayrıca hastane 3 infeksiyonundan sorumlu olan etkenler, hastane dıúındaki infeksiyon etkenlerinden farklı özellikler göstermektedirler. Bu etkenlere hastane ortamında direnç geliúimi daha hızlı olmakta ve çoklu dirençli bakterilere daha sık rastlanmaktadır (Wilke, 1993). Özellikle son yüzyılda, Pseudomonas aeruginosa çok önemli bir nozokomiyal patojen haline gelmiútir. Kapsamlı Hastane ønfeksiyonları Projesi’nde, nozokomiyal infeksiyonlardan izole edilen ve tanımlanan tüm patojenlerin yaklaúık % 11 ‘ini P. aeruginosa’nın oluúturdu÷u bildirilmiútir (Bennett, 1974). P. aeruginosa’nın sebep oldu÷u bildirilen hastane infeksiyonlarının morbidite ve mortalite oranları çok yüksektir. Örne÷in mortalite oranı, pseudomonal bakteriyemide % 35-50 iken, pseudomonal pnömonide % 70-90 ‘dır (Sherertz and Sarubbi, 1983). P. aeruginosa ve P. maltophilia, pseudomonasların sebep oldu÷u oportunistik infeksiyonların % 80’inden sorumlu olarak sayılmaktadır. P. aeruginosa infeksiyonu, özellikle yenido÷anlarda, sistik fibrosis ve kanser hastalarında çok ciddi bir problemdir, çünkü bu sebeple ölen hastaların oranı % 50’dir (Iglewski, 1996). ønsan vücudunun de÷iúik kesimlerinde yerleúmiú patojenler arasında en önemli mikroorganizmalardan biri de stafilokoklardır. Dıú çevre koúullarına dayanıklı olan, spor oluúturmayan bu bakteriler; insandan insana ya hava yoluyla geçebilmektedir. S.aureus, insanların ya da do÷rudan temasla normal vücut florasında bulunabilen, yara infeksiyonları baúta olmak üzere birçok infeksiyonda sıklıkla rol oynayan ve hastane infeksiyonlarına neden olan etkenlerin baúında yer almaktadır (Mandell et al, 1995). Metisiline dirençli S.aureus (MRSA) suúları, hastane kaynaklı infeksiyonlarda sık olarak görülmekte, endemik özellik gösterebilmektedir (Ayyliffe et al, 1992). 4 Enterokoklar ise di÷er birçok bakteri türünde var olan virülans faktörlerine sahip olmamalarına ra÷men, çevre úartlarına dayanıklı olmaları, çeúitli antibiyotiklere intrensek dirençli olmaları ve yeni direnç geliútirme yeteneklerinden dolayı, son on yılda hastane infeksiyonlarının önemli nedenleri arasında yer almaktadır. ABD’ nde hastane infeksiyonu olan bakteriyemi etkenleri arasında üçüncü, cerrahi yara ve üriner sistem infeksiyonlarında ikinci sırada yer almaktadır (Karagöz, 2005). Mikroorganizmalar, havada tek baúlarına de÷il, kümeler halinde yada toz ve partiküllere tutunmuú olarak bulunurlar. Havada bulunan mikroorganizmaları sa÷lıklı olarak tespit edebilmek için küme halinde bulunan mikroorganizmaların, koloni oluúturmalarını sa÷layacak bir yöntem kullanmak gerekir. Bu tür yöntemde, havanın mikrobiyolojik analizi, belirli miktardaki ortam havasının, vakum etkisi ile porlu kapaktan geçirilip, altta bulunan besiyerine çarptıktan sonra, tekrar dıúarı verilmesi esasına dayalı bir hava örnekleme cihazı ile yapılmaktadır. Bu çarpma esnasında, vakumlanan havadaki tüm mikroorganizmaların ve vejetatif hücrelerinin porlu kapa÷ın altındaki besiyerinde toplanması sa÷lanır ve bu besiyerinin de uygun sıcaklık ve basınçta inkübasyonu sonucu ortam havasındaki mikrobiyolojik yükün tespiti yapılmıú olur. Nozokomiyal infeksiyonlar, ülkemiz de dahil olmak üzere bir çok ülkenin en önemli sa÷lık sorunlarındandır. Son yıllarda, gram pozitif koklardan özellikle S. aureus, koagulaz negatif stafilokoklar (KNS) ve enterokoklar ile gram negatif organizmalardan aeruginosa, nozokomiyal infeksiyonlarda en sık P. rastlanan etkenler arasında sayılmaktadır. Hastane atmosferi de taúıdı÷ı mikrobiyal yük 5 açısından önemli bir kaynak olmasına ra÷men, hava kaynaklı nozokomiyal infeksiyonlara dair yeterli çalıúma bulunmamaktadır. Bu çalıúma, hastane atmosferinin ortalama mikroorganizma yükünün saptanması ve özellikle S. aureus, koagulaz negatif stafilokoklar (KNS), enterokoklar ve P. aeruginosa açısından incelenmesi ve hastane atmosferinin nozokomiyal infeksiyonlar açısından potansiyel bir kaynak olabilece÷inin gösterilmesi amacıyla yapılmıútır. 6 2. LøTERATÜR ÖZETø 2.1 Nozokomiyal ønfeksiyonlar 2.1.1 Nozokomiyal infeksiyonların tanımlanması Nozokomiyal infeksiyonlar, hastaneye baúvuru anında inkübasyon döneminde olmayıp, hastaneye yatıútan 48-72 saat sonra ve hastanede kalıú süresi içinde veya taburcu olduktan hemen sonra ortaya çıkarlar (Uzun, 1997). Hastane infeksiyonları endemik veya epidemik úeklinde görülmektedir. Epidemik infeksiyonlar, yani hastanede çıkan salgın infeksiyonlar, hastane infeksiyonlarının % 2-3’ünü oluúturmaktadır. Endemik infeksiyonlar tüm hastane infeksiyonlarının % 90’ından fazlasını oluúturmaktadır. Endemik infeksiyonlar, sporadik (kalıtsal olmayan) olarak gözlenen, sabit hızlı ve infeksiyon kontrol çalıúmalarının ana hedefini oluúturan infeksiyonlardır (Korten, 1996). Yo÷un bakım ünitelerinde, nozokomiyal infeksiyon riski 8-10 kat daha yüksektir. Hastane kaynaklı epidemik infeksiyonların büyük bir kısmı, yo÷un bakım ünitelerinde ortaya çıkmaktadır ve bakteriyemi gibi hayatı tehdit eden infeksiyonlar olmaktadır (Korten, 1996). Hastane ortamındaki mikrobiyolojik faktörler, hastalar için nozokomiyal infeksiyonlar açısından en önemli risk kayna÷ıdır. ømmün sistemi baskılanmıú hastalar sekonder bir infeksiyona maruz kalabilirler. Oluúan bu sekonder infeksiyonlar hastanede kalıú süresinin uzamasına ve önemli bir maliyet artıúına sebep olmaktadır (Sobotova et al, 2006). 7 Hastanede tedaviye yönelik uygulanan prosedürlerden dolayı, hastalar genellikle birden fazla hastane infeksiyonuna aynı anda maruz kalırlar, nozokomiyal bir infeksiyon nadiren tek baúına seyredebilir (Sobotova et al, 2006). Hastane infeksiyon etkenlerinin sıklı÷ında, hastaneler arası ve kaynak aldı÷ı sistemlere göre farklılıklar görülmekle birlikte, ilk sıraları alan mikroorganizmalar genellikle benzerdir. Hastane infeksiyonlarının yaklaúık % 90’ını aerobik bakteriler oluúturmaktadır (øncecik, 2002). Ayrıca virüsler ve fungusların sebep oldu÷u nozokomiyal infeksiyonlar da mevcuttur. Klamidya, riketsiya, mikoplazma ve parazitler gibi farklı mikroorganizma olmaktadır. grupları Bakterilerin da hastane dıúındaki infeksiyonlarına sebep mikroorganizmalarla oluúan infeksiyonların kuluçka süreleri daha uzun oldu÷u için, ço÷unlukla klinik belirtileri taburcu olduktan sonra ortaya çıkmaktadır. Böyle olgular genellikle izlenemedi÷i için saptanan hastane infeksiyonu olguları büyük oranda bakteri infeksiyonlarıdır (Korten, 1996). Son yıllarda gram pozitif koklar nozokomiyal infeksiyon etkeni olarak tekrar önem kazanmıútır. S. aureus’un metisilin dirençli suúları ile oluúan infeksiyon vakaları artmıútır. Postoperatif hastalar ve immün sistemi baskılanmıú hastalar gibi kritik hastaların takip ve tedavilerinde prostetik aletler ve intravasküler kateter kullanımının artmasıyla metisilin dirençli S. epidermidis önemli nozokomiyal patojen haline gelmiútir (Korten, 1996). 1996 yılında “American Journal of Infection Control” de yayınlanan NNIS verilerine (Çizelge 2.1) göre; 1980 ile 1996 yılları arasında P. aeruginosa’nın sebep oldu÷u pnömoni vaka sayısı sabit kalırken, S. aureus’un etken oldu÷u pnömonilerde 1980 ile 1996 yılları arasında % 6 oranında artıú olmuútur. Aynı úekilde Enterobacter 8 türlerinin sebep oldu÷u pnömoni vakaları 1986 ile 1990 yılları arasında artıú gösterirken, 1990 ile 1996 arasında sabit kalmıútır. Çizelge 2.1 : Hastane kaynaklı pnömoniye sebep olan bakterilerin yıllara göre oranı (NNIS,1996) Hastane Kaynaklı Pnömoninin Mikrobiyolojik Etkenleri Patojen 1980-85 1986-90 1990-96 P. aeruginosa % 17 % 17 %17 S. aureus % 13 % 16 % 19 %6 % 11 % 11 Enterobacter spp. 1980’li yılların sonuna do÷ru, kolay tedavi edilebilen patojenler yerini antimikrobiyallere dirençli suúlara bırakmıútır (øncecik,2002). Dolayısıyla, antibiyotiklerin keúfi, hastalıkların tedavisi ve önlenmesi konusunda önemli yararlar sa÷larken beraberinde dirençli mikroorganizmaların ortaya çıkıúı gibi ciddi problemleri de getirmiútir (Erkmen, 1994). Özellikle cerrahi ünitelerinde olmak üzere geniú spektrumlu sefalosporinlerin yaygın kullanımıyla dirençli enterokok infeksiyonlarında artıú görülmüútür (Korten, 1996). 9 2.1.2 Nozokomiyal infeksiyonlar ile ilgili çalıúmalar EPIC (European Prevalence of Infection in Intensive Care) Avrupa’da yo÷un bakım ünitelerinde izlenen hastalardaki infeksiyon prevalansını saptamak amacıyla planlanmıú olan bir çalıúmadır. Bu çalıúmada, 30 Nisan 1992’de, çok sayıda Avrupa ülkesinde yo÷un bakım ünitelerinde (toplam 1472 yo÷un bakım ünitesi) yatmakta olan 10.000’den fazla hasta infeksiyon yönünden araútırılmıútır. Belirlenen günde taranan hastalarda infeksiyon olup olmadı÷ını ve saptanan infeksiyonların ne kadarının yo÷un bakımda kazanıldı÷ını araútırmayı amaçlayan bu çalıúmada tüm yo÷un bakım hastalarının %45’inde infeksiyon oldu÷u ve bunların %21’ini yo÷un bakım ünitesinde kazanılmıú infeksiyonların oluúturdu÷u saptanmıútır. Ayrıca tüm infeksiyonların 1/3’ünde etkenin S. aureus oldu÷u bulunmuútur (Enterobactericae %40, Pseudomonas aeruginosa %29, Enterococci %12, koagulaz-negatif stafilokoklar %19). Dikkati çeken di÷er bir nokta ise Avrupa genelinde tüm S. aureus infeksiyonlarının %60’ının MRSA suúlarına ba÷lı olması, ancak ülkeler arasında bu oran yönünden önemli farklılıklar gözlenmesidir (øtalya, Fransa ve Yunanistan’da tüm S. aureus suúlarının %80’i, Almanya’da %37’si, øsviçre, øngiltere’de %10’u) (ùardan, 2001). S. aureus, baúta cerrahi yara infeksiyonları olmak üzere bakteriyemi, pnömoni gibi pek çok nozokomiyal infeksiyonda baúlıca etken olarak izole edilmektedir. Lepelletier et al.’nın, 1994 – 2001 yılları arasında Fransa’daki bir e÷itim hastanesinin 20 yataklı yo÷un bakım ünitesinde yaptıkları bir çalıúmada, nozokomiyal pnomoni, bakteriyemi ve üriner sistem infeksiyonuna sahip olan 88 hastada, 10 mikrobiyolojik etkenler araútırıldı÷ında 24’ünde Metilisiline Dirençli S. aureus (MRSA), 64’ünde ise Metisiline Duyarlı S. aureus (MSSA) etken olarak saptanmıútır. Nozokomiyal pnomoni etkeni MRSA olan hastalar ile MSSA’lı hastalar karúılaútırıldı÷ında ise, MRSA’lı hastaların MSSA’lı hastalara göre daha yaúlı oldu÷u, hastanede kalma sürelerinin daha uzun oldu÷u ve nozokomiyal infeksiyona yakalanma sürelerinin daha geç oldu÷u görülmüútür. Dolayısıyla, hastanede kalma süresi uzadıkça MRSA’yla infekte olma riskinin arttı÷ı ve hastanın immun sistemini etkileyen, yaú, cinsiyet gibi etkenlere ba÷lı olarak mortalite ve morbiditenin de÷iúti÷i görülmüútür (Lepelletier et al., 2004). Koagulaz negatif stafilokoklar, insan derisinde ve mukus membran yapılarında do÷al olarak bulunmasına ra÷men sık sık klinik örneklerden izole edilmektedir. Özellikle S. epidermidis ve di÷er novobiosine duyarlı KNS türleri, immün sistemi baskılanmıú kiúilerde sebep oldu÷u nozokomiyal bakteriyemi nedeniyle tehlike arz etmektedir. S. saprophyticus ise novobiosine dirençli KNS türleri arasında bulunması ile birlikte; daha çok immün sistemi güçlü, genç ve sexüel açıdan aktif kiúilerde, ürogenital sistem enfeksiyonlarından izole edilmiútir (von Eiff et al., 2001). Koagulaz negatif stafilokoklar (KNS), ço÷unlukla tıbbi aletlerin kontaminasyonundan kaynaklanan infeksiyonlarda ve immün sistemi baskılanmıú kiúilerde önemli patojenler olabilmektedir. Suk Von et al (2002) ‘ın yaptıkları bir çalıúmada, bir hastanın kulak etrafında meydana gelmiú dermatit bölgesinden izole ettikleri 5 KNS suúunu, S. xylosus olarak tanımlamıúlardır. Dolayısıyla her ne kadar S. xylosus, insan derisinde bulunan kommensal bir bakteri de olsa, immün sistemi zayıf kiúilerde fırsatçı bir patojen olma potansiyeline sahip oldu÷u 11 görülmüútür. Yine aynı úekilde, Tselenis et al. ‘nın 1982 yılında yaptıkları bir çalıúmada, akut pyelonefrite sahip bir hastada S. xylosus varlı÷ı tespit edilmiú ve rapor edilmiútir. Nozokomiyal infeksiyonlarda en önemli etkenlerden biri de Pseudomonas aeruginosa’dır. P. aeruginosa’nın etken olarak izole edildi÷i nozokomiyal infeksiyon sayısı oldukça fazladır ve sebep oldu÷u morbidite ve mortalite oranları oldukça yüksektir. Sherertz ve Sarubbi tarafından 1976 ile 1979 yılları arasında, bir üniversite hastanesinde yapılan çalıúmaya göre, kayıtlı 321 hastada Pseudomonas aeruginosa’nın sebep oldu÷u 417 nozokomiyal infeksiyon kaydedilmiútir (Sherertz and Sarubbi, 1983). Vankomisine dirençli Enterokok (VRE) kolonizasyonu ve/veya infeksiyonu için risk faktörlerini araútıran pek çok çalıúma vardır. Bu çalıúmalara göre hastanede yatıú süresi, VRE ile kolonize ya da infekte kiúinin yakınında bulunmak, alttaki hastalı÷ın a÷ırlı÷ı, daha önceden alınmıú antimikrobikler ve alınma doz ve süreleri gibi risk faktörleri mevcuttur ve bu risk faktörlerineden dolayı yo÷un bakım ünitelerinde yatan hastaların VRE ile kolonize olma olasılı÷ı daha yüksektir. VRE kolonizasyonu / infeksiyonu ile ilgili risk faktörlerinin nedenleri bilindikçe çalıúmalar, VRE insidansını yok etmeye ya da asgariye indirmeye do÷ru yönelmiútir. Bugün vankomisinin fazla kullanımının VRE ile direkt iliúkisi bilinmektedir. Kentucky ve Minnesota üniversitelerinde yapılan iki araútırma, vankomisinin %66 ve %60 gibi büyük oranlarda uygun kullanılmadı÷ını göstermiútir. Van der Auwara, vankomisinin VRE için seçici etkisini gönüllüler üzerinde net bir úekilde göstermiútir. Oral vankomisin verilen bu kiúilerde VRE’ nin barsak kolonizasyonunda 6 log’luk bir artıú olmuútur. Vankomisin ve di÷er enterokok seçici antibiyotiklerin kontrolü ile VRE insidansının 12 azaldı÷ını gösteren çalıúmalar vardır. Quale et al., dönemde hastanede vankomisin, seftazidim altı aylık bir ve klindamisin kullanımının azaltıldı÷ında VRE kolonizasyonunun % 47’den %15’e düútü÷ünü göstermiúlerdir. Çapraz bulaúı önlemek için eldiven kullanımına ek olarak önlük kullanılmıú ve VRE yayılımı azalmıútır. Dıúkı sürveyans kültür sonuçlarına bakarak VRE ile kolonize olan hastaları aynı ko÷uúlarda yatırmak ve bu ko÷uúlara giriú çıkıúlarda ciddi önlemler almak suretiyle VRE kolonizasyonlu hastaların sayısında anlamlı bir düúüú sa÷lanmıútır (Sümerkan, 2002). Kronik Pseudomonas aeruginosa infeksiyonu, sistik fibrosis (CF) gibi özel bir hastalı÷a sahip kiúilerde morbidite ve mortalitenin en önemli etkeni olmaktadır. Son yıllarda özellikle CF tatil kampları ve özel merkezlerde P. aeruginosa çapraz infeksiyonları rapor edilmekte ve bu çapraz infeksiyonun mekanizması bilinmemektedir. Bununla ilgili olarak 2003 yılında Jones et al. tarafından bir CF merkezinde yapılan çalıúmada, merkezdeki hasta odalarının havasından, cansız yüzeylerden, spirometrelerden ve personelin ellerinden örnekler alınmıú ve sadece hastalar spirometrik testlerini yaparken, nebulizasyon esnasında ve havayolu temizli÷i esnasında havadan alınan örneklerde epidemik P. aeruginosa strainleri izole edilmiútir. Merkezdeki baúka hiçbir bölgeden alınan örnekte P. aeruginosa’ya rastlanamamıútır. Bunun sonucu olarak da, CF merkezlerindeki çapraz infeksiyon etkeni olan epidemik P. aeruginosa’nın, aerosollerle yayılımının belki de hastadan hastaya bulaúmanın en önemli yolu olabilece÷i sonucu ortaya çıkmıútır (Jones et al, 2003). 1983 yılında bir do÷um ünitesinde yapılan çalıúmada da, 10 hafta süresince hasta odalarındaki havadan, cansız yüzeylerden, yerlerden örnekler alınmıú, mikrobiyolojik olarak incelenmiú, havadaki 13 ve yüzeylerdeki MRSA kontaminasyon seviyeleri hesaplanmıútır. Sonuç olarak, havadan alınan örneklerde büyüyen tüm bakterilerin % 16’sı, yüksek yüzeylerdekilerin % 31’i ve yerden alınan örneklerdeki bakterilerin % 40’ı MRSA ( metisiline dirençli S. aureus) olarak tespit edilmiútir (Rutala et al, 1983). Ritter et al. (1975) ’ın 7 ameliyathane salonu ve bir ameliyathane koridorunda yaptıkları ölçümlerde; ameliyathane salonlarının boú ve kapısının kapalı oldu÷u durumlarda ameliyathane salonundaki havanın ortalama bakteri sayısı 13 cfu/m3, insanların kapının dıúında yani koridorda oldu÷u fakat kapının açık tutuldu÷u durumdaki bakteri sayısı 24,8 cfu/m3, 5 personelin de içeriye girdi÷i durumdaki bakteri sayısının ise 447,3 cfu/m3 oldu÷u görülmüútür (Ritter, 1999). 2.1.3 Türkiye’deki çalıúmalar Ülkemizde de nozokomiyal infeksiyonlarla ilgili çeúitli çalıúmalar mevcuttur. “Klinik Mikrobiyoloji ve ønfeksiyon Hastalıkları Derne÷i” ve “Türk Hastane ønfeksiyonları ve Kontrolü Derne÷i” gibi çeúitli derneklerin ve kuruluúların, ülkemizdeki nozokomiyal infeksiyonlar ve korunma yöntemleri ile ilgili bildiri ve yayınları mevcuttur. Nozokomiyal infeksiyonların izlenmesi ile ilgili 11. 08. 2005 tarihli ve 25903 sayılı Resmî Gazetede yayımlanan “Yataklı Tedavi Kurumları Enfeksiyon Kontrol Yönetmeli÷i” gere÷i ve Sa÷lık Bakanlı÷ının 20. 02. 2006 tarihli ve 2761 sayılı oluru ile kurulan “Hastane Enfeksiyonları Bilimsel do÷rultusunda hastane enfeksiyonu toplanmasını, hastanelerin kendi Danıúma verilerinin sürveyans Kurulu” görüúleri ulusal düzeyde verilerini girerek 14 raporlamalarını ve ulusal verilerle karúılaútırmalarını sa÷lamak amacıyla Refik Saydam Hıfzıssıhha Merkezi Baúkanlı÷ı tarafından geliútirilen "Ulusal Hastane ønfeksiyonları Sürveyans Sistemi" yazılımı ücretsiz olarak ulusal kullanıma açılmıútır. Yine aynı úekilde çeúitli araútırmacıların nozokomiyal infeksiyonlara neden olan patojenlerin klinik örneklerden izolasyonları ve tanımlanmasına yönelik çalıúmaları da mevcuttur. Ancak nozokomiyal infeksiyonlara neden olan patojenler havada da bulunmasına ra÷men bu yolla bulaúma ve yayılma ile ilgili çalıúmalara maalesef rastlanmamıútır. Ülkemizde karúılaúılan nozokomiyal infeksiyonlar ve izole edilen etkenleri ile ilgili yapılmıú bazı çalıúmalar aúa÷ıda belirtilmiútir. S. aureus, yo÷un bakım ünitesi infeksiyonu etkenleri arasında en sık karúılaúılan mikroorganizmaların baúında gelmektedir. S. aureus hastane infeksiyonlarının oluúmasında en önemli faktör, hastane personelinin burun taúıyıcılı÷ıdır. 2003 yılında Büke’nin yaptı÷ı bir çalıúmada, E.Ü. Tıp Fakültesi Hastanesi Y.B.Ü.’de çalıúan 215 kiúinin 46’sının (%21.3) burunlarında S. aureus tespit edilmiútir. Elde edilen strainlerin de % 58’i MSSA, % 42’si MRSA olarak bulunmuútur (Büke,2003). Erkmen (1994)’in nozokomiyal stafilokok infeksiyonları ile ilgili yaptı÷ı bir çalıúmada, hastaların klinik materyallerinden alınan örnekler mikrobiyolojik olarak analiz edilmiú ve sonuçta elde edilen 219 mikroorganizmanın 106 (% 48,40)’sı S. aureus, 57 (% 26,03)’si gram negatif enterik bakteri , 51’ (% 23,29)’i koagulaz negatif stafilokok ve 5 (%2,28)’i ise Candida olarak tespit edilmiútir. Çalıúmada, yara ve bo÷az infeksiyonlarında S. aureus suúları, idrar yolu infeksiyonlarında ise gram negatif bakterilerin daha fazla etken oldu÷u görülmüútür. 15 Temmuz 1999 – Haziran 2001 tarihleri arasında Çukurova Üniversitesi Tıp Fakültesi Hastanesi’nde yapılan çalıúmada (øncecik, 2002), çeúitli ünitelerde yatmakta olan hastalar nozokomiyal infeksiyon açısından incelenmiútir. Sonuçta en yüksek infeksiyon oranıyla (% 33 ) reanimasyon ünitesinde karúılaúılmıútır. Yo÷un bakım ünitelerinde ise infeksiyon oranı % 12,4 bulunmuútur. ønfeksiyondan sorumlu patojenlerin % 39’unun gram (+), % 51’inin gram (-) aerobik bakteriler ve % 9,9’unun candida türü mantarlar oldu÷u tespit edilmiútir. Mart 2002 - Nisan 2004 arasında Çukurova Üniversite’sinin Nöroloji Yo÷un Bakım Ünitesi’nde 593 hasta izlenmiú ve toplam 71 hastada hastane infeksiyonu saptanmıútır. Yüz infeksiyon ata÷ının 52’sinde üriner sistem infeksiyonu, 28’inde primer kan dolaúımı infeksiyonu (7’si kandidemi), 6’sında sekonder kan dolaúımı infeksiyonu, 11’inde pnömoni, 2’sinde bası yarası infeksiyonu, 1’inde menenjit belirlenmiútir. Seksendokuz infeksiyon ata÷ında patojen izole edilmiútir. Atakların beúinde polimikrobiyal üreme saptanmıútır. Üreyen 94 izolatın 57’si Gram negatif, 24’ü Gram pozitif bakteri ve 13’ü Candida türleri olarak belirlenmiútir. Gram negatif bakteriler, Escherichia coli (n=23), Pseudomonas aeruginosa (n=16), Acinetobacter baumannii (n=10), Klebsiella pneumoniae (n=6), Stenotrophomonas maltophilia (n=1) ve Burkholderia cepacia (n=1) olarak, Gram pozitif bakteriler, Staphylococcus aureus (n=8), koagulaz negatif stafilokok (n=8) ve enterokok (n=8) olarak identifiye edilmiútir (Kurtaran vd.,2005). Türkiye’de ilk VRE kökeni 1998 yılında Vural vd. tarafından Akdeniz Üniversitesi’nden Baúustao÷lu vd. bildirilmiú tarafından Ankara ve bunu Gülhane 1999 yılında Askeri Tıp 16 Akademisi’nden bildirilen kökenler izlemiú, VRE sorunu ülkemizde de giderek artmaya baúlamıútır (Vural vd,1999). Gazi vd. tarafından, 2000-2003 yılları arasında, Celal Bayar Üniversitesi Tıp Fakültesi Hastanesi’nde yatan hastaların, çeúitli klinik örneklerinden, hastane kökenli Enterococcus faecalis ve Enterococcus faecium suúları izole edilmiútir. øzole edilen suúların antibiyotik direnç oranlarına bakıldı÷ında, test edilen 123 suúun % 46’sı penisilin ve ampisiline, % 41’i siprofloksasine, % 22’si levofloksasine ve % 22’si gentamisine dirençli bulunmuútur. Yüksek Düzey Gentamisin Direnci (YDGD) bulunan 27 suúun 14’ü ampisiline de dirençli bulunmuútur. Sadece bir E. faecium suúu vankomisine ve teikoplanine dirençli bulunmuútur (Gazi vd., 2004). Hacettepe Üniversitesi Tıp Fakültesi’nde yapılan bir çalıúmada hastane infeksiyonu nedeniyle hastaların hastanede yaklaúık 20 gün daha fazla kaldı÷ı ve hasta baúına maliyetin 1582 dolar arttı÷ı gösterilmiútir. Maliyet, hastanenin büyüklü÷üne, onkoloji ve cerrahi yo÷un bakım gibi infeksiyon hızının yüksek oldu÷u servislerin bulunup bulunmamasına ve benzer bazı baúka etmenlere göre de÷iúebilir. øki farklı hastaneyi karúılaútıran bir çalıúmada da, Sivas Cumhuriyet Üniversitesi Araútırma Hastanesi’nde vaka baúına maliyet 1304 USD iken, Hacettepe Üniversitesi Hastanesi’nde 2280 USD olarak hesaplanmıútır (Çalangu, 2002). 17 2.1.4 Nozokomiyal infeksiyonların sınıflandırması Nozokomiyal infeksiyonlar birkaç úekilde sınıflandırılabilirler (Dündar,1999): 1.Mikroorganizmaların kaynaklarına göre: • Endojen kaynaklı: Nozokomiyal infeksiyon etkeni olarak, normal flora elemanı (GIS florası gibi) olan mikroorganizmalar söz konusudur. • Ekzojen kaynaklı: Sa÷lık personeli, kontamine biyomedikal cihazlar, cansız hastane ortamı yolu ile bulaúma söz konusudur. 2.ønfeksiyon klini÷ine göre: • Kolonizasyon • Subklinik infeksiyon: Özellikle personel rezervuardır. • Hastalık tablosu a)Endemik: Hastane infeksiyonlarının %90’dan fazlasını oluúturur, infeksiyon kontrol çalıúmalarının ana hedefidir. b)Epidemik: Hastane infeksiyonlarının %2-4 ‘ünü kapsar. 3. Önlenebilir ve önlenemez infeksiyonlar: • Önlenebilir infeksiyonlar: Hastane infeksiyonlarının 1/3’ünü oluúturur. • Önlenemez infeksiyonlar: Genellikle endojen kaynaklıdır. Bu infeksiyonların önlenebilir duruma getirilmesi mücadelenin asıl amacıdır. 18 2.1.5 Sık görülen hastane infeksiyonları ve etmenleri 1988 yılında CDC (Centers for Disease Control and Prevention) tarafından yayınlanan ve yaygın olarak kabul gören hastane infeksiyonları aúa÷ıdaki baúlıklarda toplanmıútır (øncecik, 2002): • Üriner sistem infeksiyonları • Pnömoni ve di÷er alt solunum yolları infeksiyonları • Cerrahi yara infeksiyonları • Bakteriyemi • Cilt infeksiyonları • Santral sinir sistemi infeksiyonları • Gastrointestinal sistem infeksiyonları • Di÷er hastane infeksiyonları (kemik-eklem infeksiyonları, göz , kulak-burun-bo÷az ve oral infeksiyonlar, genital infeksiyonlar, kardiovasküler sistem infeksiyonları ve bazı sistemik infeksiyonlar) a) Üriner sistem infeksiyonları: Hastane infeksiyonlarının en sık görülenidir, tüm hastane infeksiyonlarının % 30’undan fazlasını oluúturur. Yo÷un bakım ünitelerinde pnömoniden sonra ikinci sıklıktadır. Üriner sistem infeksiyonu, postoperatif ürolojik hastalar dıúında, mortalite ve morbiditeye pnömoni ve bakteriyemiden daha az neden olur. Nozokomiyal üriner sistem infeksiyonları tıbbi aletler ile iliúkili infeksiyonlardandır ve bakteri kolonizasyonu en sık gastrointestinal flora kaynaklıdır (øncecik, 2002) Tüm nozokomiyal üriner sistem infeksiyonlarının %15’i polimikrobiyaldir. En sık rastlanılan etmen ajanlar Enterobacteriacae 19 üyelerinden E. Coli ve P.mirabilis’dir. Baúka sebeplerle antibiyotik verilen hastalarda üriner infeksiyon P. aeruginosa, S. marcescens ve di÷er Enterobacteriacae türleri gibi dirençli mikroorganizmalarla da meydana gelebilir. Genel durumu kötü, uzun süreli sonda uygulanan hastalarda bu mikroorganizmalara ilave olarak P. stuartii, koagulaznegatif stafilokoklar, M. morganii ve C. albicans da infeksiyon etkeni olabilir (øncecik, 2002). b) Pnömoni Pnömoni, hastanede yatan hastalarda sık görülen ve önemli ek maliyetin nedeni olan, ikinci en sık görülen hastane infeksiyonudur. Nozokomiyal pnömoniler hastanede geliúen infeksiyonların yaklaúık %15-20’sini oluúturur (Strausbaugh, 2000). Geliúme sıklı÷ı hizmet hastanelerinde en düúük, e÷itim hastanelerinde ise en yüksektir. Yo÷un bakım ünitelerinde de en sık saptanan infeksiyondur (øncecik, 2002). Hastane infeksiyonu ile iliúkili ölümlerin en sık nedenidirler Nozokomiyal pnömoni yaklaúık % 25 hastada ölümle sonuçlanmaktadır. Gr (+) bakterilerle meydana gelen pnömonilerde mortalite % 5-20 iken, a÷ır Pseudomonas pnömonisinde bu oran % 60-80’e kadar yükselebilmektedir. Hastaların % 10’undan az bir kısmında pnömoniye bakteriyemi de eúlik etmekte ve bu durumda mortalite en az üç kat artmaktadır. Hastaların hastanede kalıú süresinde de 1-2 haftalık uzamaya neden olmaktadır (Strausbaugh, 2000). Hastaneye yatıúı izleyen ilk 4 gün içerisinde oluúan pnömonilere erken, 5. gün ve daha sonra oluúan pnömoni ise geç olarak adlandırılır. Erken pnömonide toplum kökenli etkenler S. pneumoniae, H. ønfluenzae, M. Catarrhalis ve daha az sıklıkta gr (-) 20 bakteriler saptanırken, geç pnömonilerde P. aeruginosa, S. aureus, Klebsiella veya Acinetobacter ssp. en sık saptanan etmenlerdir. Gr (-) basiller % 60 sıklı÷ında saptanmaktadır. Ventilatöre ikincil nozokomiyal pnömoniler % 20-40 sıklı÷ında polimikrobiyaldir ( Bibero÷lu ve Tarhan, 1998). Anaerobik bakterilerin nozokomiyal pnömoniye neden olma sıklı÷ı kesin olarak belirlenmemiútir. Bu bakterilerin izole edilebilmesi amacıyla titiz mikrobiyolojik yöntemlerin uygulandı÷ı çalıúmalarda % 7-35 oranında etken oldukları saptanmıútır. Legionella cinsi bakterilere ba÷lı nozokomiyal pnömoniler genellikle epidemiler úeklinde ortaya çıkmaktadırlar. Seyrek olarak nozokomiyal pnömoniye yol açan etmenler arasında enterokoklar, özellikle immun sistemi baskılanmıú hastalarda Candida Mycobacteria (atipik ve Aspergillus cinsler cinsi dahil), mantarlar, Nocardia, Pneumocystis carini, Cytomegalovirus ve di÷er Herpesvirus’ler bulunmaktadır (Akova, 1993). Nozokomiyal pnömoninin ortaya çıkmasında baúlıca üç yol vardır; aspirasyon, inhalasyon ve hematojen yayılım. Orofaringeal veya gastrik materyalin aspirasyonu patogenezde rol oynayan en önemli faktördür. Normal sa÷lıklı kiúilerin % 10’undan azında orofarinkste gr (-) bakteriler kolonize olurken, hastaneye yatıúı takiben ilk 48 saatte hastaların % 30-40’ında bu bakterilerle kolonizasyon görülmektedir. Yo÷un bakımda yatan hastalarda bu oran % 75’e çıkmaktadır. Bir kez kolonizasyon geliútikten sonra, orofaringeal materyalin aspirasyonu, bozulmuú pulmoner savunma mekanizmalarının da katkısıyla kolayca pnömoni geliúmesine yol açmaktadır (øncecik, 2002). 21 c) Cerrahi yara infeksiyonları Cerrahi yara infeksiyonları, cerrahi giriúim sonrası ortaya çıkarak mortaliteyi ve morbiditeyi artırmakta ve hastane giderlerini de oldukça artırmaktadır. Bu infeksiyonlar CDC 1986-1991 verilerine göre hastane infeksiyonları içerisinde üçüncü sırada yer almaktadır. Hastanın yattı÷ı servise, cerrahi uygulanan bölgeye göre cerrahi servislere yatan hastaların %2.5’ine kadar ulaúan oranlarda cerrahi yara infeksiyonu görülmektedir (øncecik, 2002). Mangram et al. tarafından belirtildi÷i üzere, CDC verilerine göre, cerrahi hastalar arasında en yaygın hastane infeksiyonları, cerrahi alan infeksiyonları (CAI)’dır ve bu infeksiyonların % 38’inden sorumludur. CAI’lerin % 66’sı insizyon ile sınırlı iken % 33’ü ameliyat esnasında ulaúılan organ ya da boúlukları da etkiler. CDC verilerine göre her bir CAI, hastanede kalıú süresini ortalama olarak 7.3 gün uzatmakta ve 3152 ABD doları düzeyinde ek maliyete yol açmaktadır (Baskan, 2007). Post-operatif yara infeksiyonunun ortaya çıkma olasılı÷ını etkileyen en önemli faktörler, yaranın mikroorganizmalarla kontamine olması, operasyonun süresi ve konakçının direncidir. “National Research Council” 1984 yılında cerrahi yaraları kontaminasyon riskine göre temiz, temiz kontamine, kontamine, kirli ve enfekte yara olarak sınıflandırmıútır. (NNIS)”’ın “ National Nosocomial Infection Surveillance 1991 verilerine göre infeksiyon oranı, temiz cerrahi yaralarda % 2.1, temiz kontamine yaralarda % 3.3, kontamine yaralarda %6.4, kirli ve enfekte yaralarda ise % 7.1 olarak saptanmıútır (øncecik, 2002). 22 Staphylococcus türleri, Pseudomonas türleri ve enterik bakteriler cerrahi yara infeksiyonuna sebep olan baúlıca etmenlerdir. Bu mikroorganizmaların üç önemli kayna÷ı vardır; sa÷lık personelinin elleriyle bulaúan mikroorganizmalar, hastanın deri ve mukozalarının normal florası ve ameliyathane ortamında bulunan mikroorganizmalar. d) Nozokomiyal bakteriyemi Nozokomiyal bakteriyemi, hastanın hastaneye yattıktan 48-72 saat sonra alınan kan kültürlerinde klinik olarak önemli kültür pozitifli÷inin olmasıdır (Do÷anay, 1998). “ National Nosocomial Infection Surveillance (NNIS)” ise bakteriyemi için “ya laboratuarca kanıtlanmıú infeksiyon yada klinik sepsis” tanımını yapmaktadır (Sümerkan, 1998). 2 tip bakteriyemiden söz edilmektedir: Kan kültürü pozitif bulundu÷unda izole edilen bakteri ile ilgili vücudun baúka bir bölümünde bir infeksiyon oda÷ı bulunmayan primer bakteriyemi ve kanıtlanmıú bir infeksiyona neden olan bakteri ve bu infeksiyon sonucu geliúen sekonder bakteriyemi (øncecik,2002). Primer bakteriyemilerde S. aureus, koagulaz negatif stafilokoklar, enterokoklar ve kandida türleri en sık görülen etkenlerdir. (Sönmez, 1998). Daha alt sıralarda da streptokoklar, gr (-) basiller, di÷er gr (+) bakteriler bulunmaktadır. Polimikrobiyal bakteriyemilerde de artıú vardır (Sümerkan, 1998). NNIS’nin 1975 yılı verilerine göre E. coli, S. aureus, K. pneumoniae sekonder bakteriyeminin en önemli etmenleri sayılırken, 1983 yılında S. aureus ve P. aeruginosa’nın neden oldu÷u sekonder bakteriyemi epizodları ikiye katlanmıú, E. coli ise yedinci sıraya düúmüútür (Sümerkan, 1998). 23 2.1.6 Antibiyotiklere Direnç 1941 yılında penisilin G ilk kez kullanım alanına girdi÷inde, hastane infeksiyonlarından elde edilen Staphylococcus aureus suúlarında penisilin direnci oranı sadece %1 iken, 5 yıl sonra bu oran %38’e ulaúmıútır. Günümüzde ise hastane infeksiyonu etkeni olan S. aureus suúlarında penisilin duyarlılı÷ından söz etmek úöyle dursun, metisiline direnç vankomisine oranı azalmıú bile önemli duyarlılıktan boyutlara söz ulaúmıú, edilmeye hatta baúlanmıútır (Baútürk, 2005). 1961 yılında stafilokoklarda metisilin direnci tanımlanmıú, 1970’li yıllardan itibaren de metisilin dirençli Staphylococcus aureus (MRSA) suúlarında multipl antiyotik direnci problemi ortaya çıkmıútır. Direnç probleminin artmasıyla birlikte MRSA tüm dünyada nozokomiyal epidemilere yol açan ciddi bir sa÷lık sorunu haline gelmiútir. Uzun yıllardır yapılan çalıúmalara ra÷men epidemik S. aureus suúlarını di÷erlerinden ayıran patojenik özellikler henüz tam olarak anlaúılamamıú, pandemilere neden olan metisiline duyarlı 80/81 S. aureus (MSSA) suúunun bile virulans belirleyicileri saptanamamıútır. 80/81 MSSA suúlu hastalarda ve hastane personelinde primer cilt lezyonlarına neden olan bir patojenken metisiline dirençli suúlar genellikle fırsatçı bir patojen gibi hareket etmektedir. Bu nedenle çok sayıda hasta kolonize ya da infekte olana kadar MRSA problemi gözden kaçabilmekte ve iyi çalıúan bir infeksiyon kontrol sistemi olmayan hastanelerde bu mikroorganizma kolaylıkla endemik hale gelebilmektedir (ùardan, 2001). Metisilin dirençli S. aureus suúları, aynı zamanda di÷er antibiyotiklere de çoklu direnç gösterebilmektedir. Glikopeptidler, 24 vankomisin ve teikoplanin gibi oldukça kullanıúlı antibiyotiklere dahi dirençli S. aureus strainlerinin varlı÷ı kanıtlanmıútır. Antibiyotiklerin yanı sıra özellikle hastanelerde tercih edilen kuaterner amonyum bileúikleri gibi bazı antiseptiklere ve dezenfektanlara da direnç geliútirebilmektedir (Baron, 2004). Stafilokoklarda metisiline direnç oranlarının yüksek olması vankomisin kullanımını artırmaktadır. Birçok yayında vankomisin kullanımının infeksiyon ve kolonizasyon için bir risk faktörü oldu÷u bildirilmekte, S.aureus ve S.epidermidis' de vankomisin direnci riskini artırdı÷ı vurgulanmaktadır (Climo et al, 2003). Enterokoklarda vankomisin direnci ilk kez 1988’ de tanımlanmıú ve daha sonra dirençli suúlar tüm dünyada yaygın hale gelmiútir. “National Nosocomial Infections Surveillance System (NNIS)” verilerine göre vankomisine dirençli enterokokların oranı 1989’ da %0,3 iken 1993’ te %7,9’ a yükselmiútir. Aralık 2000’ de NNIS’ e bildirilen yo÷un bakım enterokok izolatlarının %26,3’ ü vankomisine dirençlidir. 1995’ ten 1999’ a kadar yapılmıú çalıúmaların ortalaması alınarak, bu veri ile karúılaútırıldı÷ında %31’ lik bir artıú oldu÷u görülmüútür. Yo÷un bakım ünitesindeki hastalardaki nozokomiyal infeksiyonlarda, enterokoklar 3. sıklıktadır. Vankomisin direnci genellikle ampisilin ve aminoglikozidleri de kapsayan çoklu ilaç direnci úeklindedir. Dirençli suúlar hastane ortamında kolaylıkla üreyebilmekte ve bunlara ba÷lı kolonizasyon ve infeksiyon görülme olasılı÷ı artmaktadır (Karagöz, 2005). Ayrıca, bu bakterilerin S. aureus’ a laboratuvar koúullarında bile olsa, vankomisin direncini aktarabilmesi, tehlikenin bir baúka boyutunu oluúturmaktadır. enterokokların Bu (VRE) nedenle, hastane özellikle vankomisine ortamlarında dirençli geliúmesinin ve 25 yayılmasının önlenmesi için sürekli olarak duyarlılık paternlerinin izlenmesi gereklidir. Ülkemizde VRE infeksiyonlarının oranı düúük olmakla birlikte, bu konudaki bildirimler yayılma açısından düúündürücüdür (Gültekin ve Günseren, 2000). Bakteriler arasında direnç aktarımında 6 temel mekanizma tanımlanmıútır. Bunlar (Tenover and Mcgovan, 1996): a) Daha önceden direnç bulunmayan bir bakteri toplulu÷una dirençli organizmaların sızması, b) Genetik mutasyon ile direncin oluúması, c) Genetik materyal aktarımı ile direnç geliúimi, d) Bakteri toplulu÷undaki birkaç suúta bulunan indüklenebilir direncin indükleyici bir antibiyotik varlı÷ında baskın hale geçmesi, e) Sınırlı, fakat dirençli bir subpopülasyonun seçilmesi, f) Dirençli bakterilerin bir kurumda yaygınlık kazanmaları. Ancak, en sık karúılaúılan direnç aktarım mekanizmaları irdelendi÷inde, gram pozitif bakterilerde transformasyon ve transdüksiyon ile gram negatif bakterilerde konjugasyonun öne çıktı÷ı görülmektedir. Hatta, enterik bakterilerde görülen plazmid transferlerinin hastanelerde çoklu dirençli mikroorganizmalarla oluúan salgınlara neden olabildikleri de gösterilmiútir (Thompkins et al., 1980). Konjugasyon aracılı geliúen DNA de÷iúimi gram pozitif mikroorganizmalarda genelde hafife alınmakla birlikte, direnç genlerinin aktarılmasında yine de bu grup mikroorganizmalarda etkin bir yoldur. Örne÷in, stafilokok ve enterokoklar arasında aminoglikozid direncinin paylaúılmasında etkin olan mekanizma konjugasyondur (Kaufhold et al.,1992). 26 2.2 Nozokomiyal ønfeksiyonların Oluúumu 2.2.1 Nozokomiyal infeksiyonların oluúumunda etkili faktörler Nozokomiyal infeksiyonların oluúumunu etkileyen faktörler üç baúlık altında toplanabilir (Akalın ve Korna, 1993): A) Konak (Hasta) Bir hastane infeksiyonunun geliúmesinde, kona÷a yani hastaya ait özellikler önem taúır. Örne÷in hastanın yaúı (iki uçta risk yüksek), esas hastalı÷ının (hastaneye yatıú nedeni olan hastalı÷ının) úiddeti, immünite durumu, beslenme durumu, aldı÷ı ilaçlar ve di÷er tedaviler, travma, yanık, do÷al direnç mekanizmalarının sa÷lıklı iúleyip iúlemedi÷i gibi. B) Biyolojik çevre (Mikroorganizmalar): Hastane infeksiyonuna neden olan mikroorganizmalar, biyolojik çevreyi oluúturmaktadır. Bunlar, hastanın kendi florasında bulunan mikroorganizmalar (endojen kaynaklı) olabildi÷i gibi, hastanın yatmakta oldu÷u cansız çevreden veya tıbbi müdahaleler esnasında sa÷lık personelinin elleriyle veya tıbbi alet ve ekipmanlarla taúınan (ekzojen kaynaklı) mikroorganizmalar olabilmektedir. Hastane florası da denilen bu ekzojen kaynaklı mikroorganizmalar, hastalara uygulanan tedavi úekilleri, antibiyotik kullanım politikası, hastanenin co÷rafik konumu ve mevsimlere ba÷lı olarak hastaneden hastaneye, hatta aynı hastane göstermektedir. içinde birimler arasında dahi farklılık 27 Hastanın normal flora dengesinin bozulması, hastanede yatıú süresi, antibiyotik kullanımı, invaziv giriúimler, hastanın yattı÷ı klinik çeúidi de hastane patojenlerinin hastada kolonizasyonunu etkileyen en önemli faktörler arasında sayılmaktadır. Cansız Çevre ve Mikrobiyal Direnç Cansız yüzeyler, sık sık nozokomiyal infeksiyonların çıkıú kayna÷ı olarak tanımlanmaktadır. Bir çok bakteri ve fungal tür uzun süreler boyunca cansız yüzeylerde tutunarak canlılıklarını koruyabilmektedir (Kramer et al., 2006). Yapılan çeúitli çalıúmalar sonucu belirlenen ve Kramer et al. tarafından tablo haline getirilen, klinik bazı bakterilerin, cansız yüzeylerde hayatta kalabilme süreleri Çizelge 2.3’de verilmiútir. Yapılan bazı çalıúmalarda, mikroorganizmalar tarafından cansız yüzeyler üzerinde sürdürülen direncin yanı sıra, bu dayanma süresini etkileyen baúka faktörlerin de bulundu÷u tanımlanmıútır. 4˚ C ve ya 6˚ C gibi düúük bir sıcaklı÷ın, ço÷u bakteri, fungus ve virüs için daha uzun bir direnci beraberinde getirdi÷i görülmüútür. Aynı úekilde ortamdaki yüksek nem oranının da (örn; > %70), bazı virüslerle uyuúmayan raporlara ra÷men, ço÷u virüs, bakteri ve fungusun yaúam süresini uzattı÷ı belirtilmiútir (Kramer et al., 2006). 28 Çizelge 2.2 : Klinik ile ilgili bakterilerin cansız kuru yüzeylerde direnme süreleri (Kramer et al., 2006) Bakteri türü Direnme süresi Acinetobacter spp. 3 gün - 5 ay Bordetella pertussis 3 – 5 gün Campylobacter jejuni 6 güne kadar Clostridium difficile (sporlar) 5 ay Chlamydia pneumoniae, C. trachomatis 30 saat Chlamydia psittaci 15 gün Corynebacterium diphtheriae 7 gün – 6 ay Corynebacterium pseudotuberculosis 1 – 8 gün Escherichia coli 1.5 saat - 6 ay Enterococcus spp.(VRE ve VSE dahil) 5 gün – 4 ay Haemophilus influenzae 12 gün Helicobacter pylori 90 dakika Klebsiella spp. 2 saat - 30 ay Listeria spp. 1 gün – aylarca Mycobacterium bovis > 2 ay Mycobacterium tuberculosis 1 gün – 4 ay Neisseria gonorrhoeae 1 – 3 gün Proteus vulgaris 1 – 2 gün Pseudomonas aeruginosa 6 saat –16 ay; kuru zeminde: 5hafta Salmonella typhi 6 saat – 4 hafta Salmonella typhimurium 10 gün – 4.2 yıl Salmonella spp. 1 gün Serratia marcescens 3 gün – 2 ay; kuru zeminde: 5 hafta Shigella spp. 2 gün – 5 ay Staphylococcus aureus, (MRSA dahil) 7 gün – 7 ay Streptococcus pneumoniae 1 – 20 gün Streptococcus pyogenes 3 gün – 6.5 ay Vibrio cholerae 1 – 7 gün 29 Birkaç çalıúma da, cansız ortama daha yüksek oranda inokulumun olmasının, desteklemektedir. mikrobiyal Bununla birlikte, direnci yüzey arttırdı÷ı materyalinin fikrini tipi ve süspansiyon ortamın tipi de çeliúkili bir veri ortaya koymaktadır. Sonuç olarak, yüksek oranda ba÷ıl nem içeren, so÷uk bir odada, nozokomiyal patojenin yo÷un bir inokulumu uzun bir mikrobiyal direnç için en iyi úans olmaktadır (Kramer et al., 2006). C) Fiziksel ve sosyal çevre Hastalar ve hastane personeli, içinde bulundu÷u ortam, eúyalar, yiyecek - içecekler ve hava ile sürekli temas halindedir ve bu cansız çevre çeúitli mikroorganizmalar içermektedir. Hastanedeki cansız çevre, potansiyel mikroorganizma kayna÷ıdır ve mikroorganizmalar, suda, yiyeceklerde, havada, araç ve gereçlerde ve tüm yüzeylerde bulunur. Çiçek vazolarındaki suların mililitresinde 109 ‘a kadar varan mikroorganizma (genellikle Pseudomonas) bulunabilir. Stetoskopların üzerinde kolonize olabilirler. Tuvaletler mikroorganizmalar için önemli bir kaynak teúkil eder. Kanserli bir hastanın materyalleri Aspergillus kayna÷ıdır. Nozokomiyal solunum yolu infeksiyonlarında, mikroorganizmaların taúınma ve bulaúma yolu havadır (Erkmen, 1994). Tanı veya tedavi amacıyla kullanılan tıbbi araç ve gereçler, hastanın deri ve mukoza bütünlü÷ünün bozulmasına neden olarak, mikroorganizmaların vücuda giriúini kolaylaútırmaktadır. Hasta ile ilgilenen sa÷lık personelinin elleri de önemli bir mikroorganizma kayna÷ı olabilmektedir. Ancak tüm bunların içerisinde hastane infeksiyonu riski açısından en önemli olanlar hava ve sudur. Klimalar, buhar makinaları, diyaliz sıvıları, fizik tedavi tankları gibi su içeren 30 ortamlar, önemli mikroorganizma kayna÷ı olabilmektedir. Aynı úekilde hastane atmosferi de, toz parçaları veya damlacıklar yolu ile taúınan, özellikle zatürre, kızamık , mantar infeksiyonları gibi nozokomiyal infeksiyonlara sebep olan mikroorganizmalar açısından oldukça önemlidir. Hastanın kiúisel alıúkanlıkları, ekonomik koúulları, sosyal çevresinin tutumu da (hasta ziyaretleri gibi) hastane infeksiyonlarının yayılımı açısından önemlidir. Ekonomik koúulların iyi olması ve hastanın ve sosyal çevresinin e÷itimli ve bilinçli davranması nozokomiyal infeksiyonları önemli ölçüde etkilemektedir. 2.2.2 Nozokomiyal infeksiyonların bulaúma yolları Bulaúmada beú ana yol vardır (ùener, 2005): 1. Temas ile geçiú: Hastane ortamında infeksiyonların en sık ve en önemli geçiú úeklidir. Temas ile geçiúin iki ayrı yolu vardır: a. Do÷rudan temas, vücut yüzeyinin baúka bir vücut yüzeyine (kiúiye) temas etmesi ile mikroorganizmaların fiziksel olarak aktarılmasıdır. Do÷rudan temas ile bulaúma sa÷lıklı birey ile hasta birey arasında olabildi÷i gibi iki hasta arasında da olabilir. b. Dolaylı temas ile geçiú sa÷lık personelinin hastadan hastaya geçerken ellerini yıkamaması veya klinik uygulamada kullanılan enstrümanlar ve di÷er aletler gibi kontamine cansız nesnelerin hastalar arasında kullanılması sonucunda ortaya çıkan pasif geçiú úeklidir. 2. Damlacık yoluyla geçiú: Teorik olarak bu yol da temas ile geçiúin bir baúka formudur. Ancak mikroorganizma kona÷a do÷rudan veya dolaylı temastan oldukça farklı bir mekanizmayla bulaúır. Bu 31 nedenle farklı bir bulaú yolu olarak kabul edilir. Damlacıklar (>5 ȝm) kaynak kiúi tarafından öksürme, horlama, konuúma veya aspirasyon, bronkoskopi gibi iúlemler sırasında etrafa yayılır. Damlacıklar havada süspanse olarak kalmadı÷ından damlacık bulaúının önlenmesi için özel havalandırma ve ventilasyon gereksizdir, bu yönden hava yoluyla bulaúma ile damlacık yoluyla bulaúma birbiriyle karıútırılmamalıdır. 3. Hava yoluyla bulaúma: Havada asılı kalan damlacık çekirde÷i (küçük partiküller [<5 ȝm]) veya mikroorganizma içeren toz partikülleri ile olur. Bu patojenler havada asılı kalır, aynı odayı paylaúan duyarlı kona÷a soluma yoluyla bulaúırlar. Bu nedenle özel havalandırma ya da ventilasyon sistemi gerekmektedir. Bu yolla bulaúan mikroorganizmalar arasında Mycobacterium tuberculosis, rubeola ve varicella zoster virusu vardır. 4. Ortak kullanım yoluyla geçiú: Mikroorganizmalar tarafından kirlenen besinler, sular, kan, klinik uygulamada kullanılan enstrümanlar ve di÷er gereçler ile ilaçların ortak kullanılması sonucunda gerçekleúen bulaúma úeklidir. 5. Vektörler yoluyla geçiú: Sivrisinekler, pire, sülük gibi omurgasız hayvanlar ya da fare gibi kemirici vektörler aracılı÷ıyla mikroorganizmaların bulaúmasıdır. 2.2.3 Nozokomiyal infeksiyon riskini arttıran etmenler Hastane infeksiyonu riskini artıran baúlıca etmenler úunlardır (Süngü, 2007): • Havalandırma, • Havalandırma ve solunum ekipmanları, • Toz oluúumu, 32 • Yiyecek ve gıdalar, • Su ile çalıúan veya üreten sistemler, • Islak hacimler, • Tıbbi iúlemler, malzemelerin kullanımı, • Yetersiz temizlik hizmetleri 2.3 Hastane Atmosferi 2.3.1 Hastane atmosferini etkileyen faktörler Dıú ortamlarda oldu÷u gibi kapalı alanlarda da ortam havasını kirleten ve insan sa÷lı÷ını olumsuz yönde etkileyen partiküller ve mikroorganizmalar mevcuttur. Ultramikroskobik ve mikrokanatlı parçalar halindeki sıvı veya katı iç hava kirleticileri “partikül” olarak adlandırılmaktadır. Gözle görebilece÷imiz partiküller, 10 µm den büyüktür. Bazı partikül büyüklüklerine örnek verecek olursak; ortamda bulunan kaba toz 10 20 mikrondur. Kan partikülleri 14 mikron, tüberküloz basilleri 2-6 mikron uzunlu÷unda, 0.5 mikron geniúli÷indedir (Korkmaz, 2005). Partiküller ve mikroorganizmaların birlikte bulunuú úekilleri úekil 2.1’de úematize edilmiútir. Bu kirleticiler, dıú ortamdan içeriye taúınabildi÷i gibi insan derisinden dökülen tanecikler, giysiler veya parfümler gibi çok farklı sebeplerle de havaya karıúabilir. Kapalı alanlara havalandırma yoluyla giren toz partiküllerinin yanısıra partikül yayan en önemli kaynak insanlardır. Örne÷in; hareketsiz duran bir insan dakikada 100.000 adet 0.3 ȝm boyutunda partikül yayarken, normal hareket eden bir insan dakikada 1.000.000’un üzerinde 33 partikül yayabilmektedir. Yapılan ölçümlerde, sıradan temiz oda koruyucusu kullanan bir çalıúanın, yüzünün açık olan kısımlarından ve ayakkabılarından yayılan taneciklerin sayısının, tulum úeklinde koruyucu, maske ve uzun eldiven gibi koruyucu kullanan kiúiden 10 kat fazla oldu÷u görülmüútür (Süngü, 2007). ønsanlardan yayılan partiküllerin 1000’de biri, ço÷alabilen bakteri veya di÷er mikroorganizmalardan oluúmaktadır. Örne÷in; hapúıran bir insan 1.000.000 partikül yaymakta ve bunun 40.000’i mikroorganizma içermektedir. Aynı úekilde yüksek ses ile 100 kelime konuúan bir kiúiden 250 partikül yayılmaktadır ve bunun da 40 tanesi mikroorganizma içermektedir (Süngü, 2007). ùekil 2.1: Mikroorganizma – partikül iliúkisi (Korkmaz, 2005) Bir insan, günde yaklaúık olarak 22 000 kez nefes alıp vermektedir. Normal bir insan saatte 0.5 m3 havayı teneffüs ederken, çalıúan bir insan ise saatte 8-9 m3 havayı solumaktadır. Her nefesle de 40 000 ila 70 000 adet partikül vücuda girmektedir. ùekil 2.1’de görüldü÷ü gibi, bir çok bakteri ve virüs de havadaki bu partiküllere tutunarak, soludu÷umuz havayla vücudumuza girmektedir. Bu 34 sebeple, özellikle hastane gibi hava kalitesinin kontrol altında tutulması gereken özel alanlarda, havadaki partiküllerin ortama giriúinin engellenmesi gerekmektedir. Bu da havanın kademelerde filtrelerden geçirilmesiyle sa÷lanabilmektedir. çeúitli Bu durumlarda istenen hava kalitesini elde etmek için, filtre seçimini iyi yapmak gerekmektedir (Korkmaz, 2005). 2.3.2 Temiz odalar Temiz oda; partikül ve mikroorganizma sayısının, sıcaklı÷ın, nem oranının, taze hava miktarının, ortam hava basıncının, hava hareketlerinin ve buna benzer parametrelerin kontrol altında tutuldu÷u kapalı ortamlardır. Hastanelerde bulunan ameliyathaneler, yo÷un bakım üniteleri, sterilizasyon, IVF (in vitro fertilizasyon) üniteleri, genetik laboratuarlar, tıbbi laboratuarlar vb. alanlar temiz oda olarak sınıflandırılır. 2.3.2.1 Hastane ortamındaki temiz odalar DIN 1946/4 standardına (hastanelerde klima tesisatı ve havalandırma esasları) göre hastane ortamları iki gruba ayrılmıútır. Bunlar; • Birinci sınıf ortamlar, • økinci sınıf ortamlar. Birinci sınıf ortamlar: Yüksek derece úartlar gerektiren mikroorganizmasız bölgeler olarak tanımlanmaktadır. Bu alanlar; • Ameliyathaneler, • Ameliyathanelere do÷rudan dahil olan odalar (koridorlar, steril malzeme deposu vb.), 35 • Ameliyat öncesi ve sonrası hazırlık odaları, • Sterilizasyon, • Yo÷un bakım üniteleri (ICU), • Yeni do÷an bakım odaları vb. økinci sınıf ortamlar: Normal úartlar gerektiren mikroorganizmasız bölgeler. Bu alanlar; • Do÷um odası, • Hasta odası, • Muayenehaneler, • Radyoloji, • Laboratuvarlar, • Eczane, • Endoskopi vb. 2.4 Hastane ønfeksiyon Kontrolü Amerika Birleúik Devletleri baúta olmak üzere bütün dünyada hastane infeksiyonu kontrolüne yönelik çeúitli programlar geliútirilmiútir. 1950’li yılların ortalarında hastanelerde stafilokok infeksiyonlarının ve bu bakterinin penisiline direncinin artması, sa÷lık çalıúanları için önemli bir sorun olmaya baúlamıútır. Bunun üzerine 1958 yılında American Hospital Association (AHA) her hastanede “Hastane ønfeksiyon Kontrol Komiteleri” oluúturulmasının nozokomiyal infeksiyonların en düúük düzeye indirilmesi için gerekli oldu÷unu açıklamıútır. Bunu 1962 yılında øngiltere’de ortaya atılan “Enfeksiyon Kontrolü Hemúiresi” kavramı izlemiútir. Ülkemizde de 1984 yılında bu tür uygulamalar baúlamıú; bu konuda Hacettepe Üniversitesi Tıp 36 Fakültesi Hastanesi öncülük etmiú, bunu di÷erleri izlemiútir (øncecik, 2002). Hastane infeksiyon kontrolü, hastalık kontrolü ve önlenmesi ile ilgili önemli bir alan olarak karúımıza çıkmaktadır. Hastane infeksiyonlarının yaklaúık üçte biri önlenebilir. Burada en önemli uygulamalar el yıkama ve izlem (sürveyans) / geri bildirimdir. ønfeksiyonun önlenmesinde öncelikle bulaú yolunun anlaúılması önemlidir. Etkenler temas (do÷rudan veya mikroorganizmalarla kirlenmiú cansız cisimler aracılı÷ıyla), damlacık yolu ile, solunum yolu ile, ortak kullanılan malzeme, besin sular veya vektörler yolu ile bulaúabilir. Etken bulaú yoluna göre de kontrol ve izolasyon önlemleri uygulanır. Standart önlemler, ter hariç tüm vucut sıvıları, kan, vücut salgıları, çıkartılar, mukozalar veya bütünlü÷ü bozulmuú deri ile temas söz konusu oldu÷unda hastanın tanısına ve olası infeksiyon durumuna bakılmaksızın bütün hastalara uygulanan önlemlerdir. Bunlara ilaveten etkene özel bulaú yolları ile ilgili önlemler de uygulanır. Örne÷in MRSA gibi dirençli mikroorganizmalar için standart önlemler yanı sıra temas önlemleri; kızamık gibi solunum yoluyla bulaúan etkenler için standart önlemlere ilaveten solunum yolu önlemleri uygulanmaktadır. Temel izolasyon önlemleri; el yıkama ve eldiven takma; hastaların ayrı odalara yerleútirilmesi veya aynı etkeni taúıyanların beraberce gruplanması (kohort), odalara giriú çıkıú, hastanın farklı bir yere taúınması gerekti÷inde uygulanacak önlemler, önlük, yüz, göz koruyucu, maske kullanımı, hasta ile ilgili malzemelerin ayrılması, çamaúırların uygun biçimde toplanması ve taúınması gibi basamakları kapsar. 37 Hastane infeksiyonlarına neden olan etkenlerin antibiyotik direncindeki artıú ve bu dirençli patojenlerin üniteler ve hastaneler arasındaki yayılımı, tedavi baúarısızlıklarına, hasta morbiditesi ve mortalitesinde artıúa, büyük ekonomik kayıplara yol açmaktadır. Bu nedenlerle, Sa÷lık Bakanlı÷ı A÷ustos 2005 tarihinde (Resmi gazete tarih/sayı: 11.08.2005/25903) bir ønfeksiyon Kontrol Yönetmeli÷i yayınlamıútır. Bu yönetmelik, her yataklı tedavi kurumunda, hastane infeksiyon kontrolü ile görevli bir ønfeksiyon Kontrol Komitesinin ve ønfeksiyon Kontrol Ekibinin kurulmasını zorunlu hale getirmiútir. ønfeksiyon Kontrol Komiteleri (øKK), yönetim temsilcisi (Baúhekimlik temsilcisi), ønfeksiyon Kontrol Ekibi üyeleri (250 yatak için bir hemúire ve ønfeksiyon kontrol hekiminden oluúan ekip), ønfeksiyon Hastalıkları uzmanı, Hastane epidemiyolo÷u, Klinik Mikrobiyolog, øç Hastalıkları Bölümü temsilcisi, Cerrahi bilimler temsilcisi, hastane Eczacısı, Hemúire temsilcisi, Merkezi Sterilizasyon Ünitesi sorumlusu, ve teknik birim sorumluları (Hastane müdürü, mutfak, temizlik iúleri sorumluları, Teknik Hizmetler sorumlusu ) gibi üyelerden oluúur. øKK, infeksiyon kontrolü ile ilgili planların yapıldı÷ı, politikaların belirlendi÷i bir kuruldur. øcraat ønfeksiyon Kontrol Ekibince gerçekleútirilir. CDC tarafından gerçekleútirilen “Nozokomiyal ønfeksiyon Kontrolünün Etkisi Üzerine Çalıúma (SENIC)” projesiyle sürveyansın önemi kanıtlanmıú, aktif sürveyans programı uygulayan hastanelerde bu tür program uygulamayan hastanelere göre nozokomiyal infeksiyon % 32 daha az bulunmuútur ( Hayran ve Akalın, 1993). Hastane infeksiyonlarının az olmasının, bir sa÷lık kurumunun hizmet kalitesini belirleyen en önemli unsurlardan biri oldu÷u ve hastane 38 infeksiyonlarının önlenmesinin ancak multidisipliner bir ekiple mümkün olaca÷ı unutulmamalıdır. 2.4.1 Alınması gereken önlemler Hava kaynaklı nozokomiyal infeksiyonların oluúumunu önlemek için dikkat edilmesi gereken üç parametre vardır: a) Ameliyathanedeki trafik: Havada uçuúan bakterilerin en önemli kayna÷ı operasyon odasındaki personelin cilt florasıdır. Havadaki bakteri sayısı, odada hareket eden insan sayısı ile orantılıdır. Odadaki insan sayı ve hareketi mümkün olan en az düzeye indirilmelidir. Ameliyat odalarının kapısı kapalı tutulmalıdır. Yapılan 2 çalıúmalar kapısı kapalı ameliyat odalarında m ’ye düúen koloni oluúumunun kapısı açık ameliyat odalarından anlamlı olarak daha düúük oldu÷unu göstermiútir (Aygen, 2004). b) Isı ve Nem: Doktor ve hasta konforu önemlidir. Düzenli bir úekilde ısı ve nem kontrol edilmelidir. Nem %55’den daha az 0 olmamalıdır. Isı 18-24 C olmalıdır (Aygen, 2004). c) Havalandırma: Saatte 15-20 kez hava de÷iúimi yapılmalıdır. HEPA filtreleri 0.3 mikron çapından daha büyük partikülleri uzaklaútırır ve laminar akımla birlikte kullanıldı÷ında etkinli÷i %99.97’dir. Ultraclean hava cerrahi alan infeksiyon riskini düúürür. Özellikle ortopedik implant operasyonlarında önemlidir. Havanın kirlilik oranı ve havalandırmanın çalıúıp çalıúmadı÷ı belli aralıklarla kontrol edilmelidir (Aygen, 2004). 39 2.4.2 Havalandırma ve havalandırma sistemleri Ameliyathane, yo÷un bakım ve benzeri ünitelerde steril bir ortam oluúturulması, gerek operasyon sırasında, gerekse ameliyat sonrası iúlemlerde, hastanın infekte olmaması için büyük önem arz etmektedir. Bu nedenle önemli ameliyatların yapılaca÷ı ameliyathanelerde, hastanın etrafında bir hava perdesi yaratılır. Bunu sa÷layan ise ameliyat masasının hemen üstüne yerleútirilen laminar akım ünitesidir (Anonim, 3). Hastanede çalıúan ve sa÷lık hizmeti alan insanların ihtiyacı olan temiz hava ve nem, uygun yerleútirilmiú klima sistemleri ile mümkündür. Endüstriyel veya konfor klima ve havalandırma sistemlerinde sıcaklık, nem ve taze hava oranından oluúan üç ana parametre yeterli olurken, hijyen ortamlarının sistem tasarımında, parametre sayısı yediye çıkmaktadır. Bu tip ortamların iklimlendirilmesinde, konfor sistemlerinin tasarım parametrelerine ilave olarak havadaki partikül sayısı, mikro-organizma sayısı ve türleri, hijyenik ortam ile yan mahaller arasındaki görece basınç farkı, havanın hızı ve yönü de düúünülmelidir. Bu nedenle hijyenik ortamların klima ve havalandırma sistemlerinin tasarımı konfor sistemlerine göre daha karmaúık ve daha zor olmaktadır. Bu tip tasarımlar bu alanda yeterli bilgi ve tecrübeye sahip mühendisler tarafından yapılmalıdır (Süngü, 2007). Sa÷lık kuruluúlarında havalandırma sistemleri, ilgili sa÷lık personeli, infeksiyon kontrol uygulama sorumluları ve ilgili mühendislerin iú birli÷i ile dizayn edilmeli ve gerekti÷inde modifiye edilmelidir. Hastane binaları havalandırılırken mevcut havalandırma sistemi; ortam havasının, çalıúanlar, hastalar ve ziyaretçiler için optimum sıcaklık ve neme sahip olmasını sa÷lamalı, kokuyu kontrol 40 edebilmeli, kontamine havayı uzaklaútırabilmeli, duyarlı hasta ve çalıúanların hava yolu ile bulaúabilen infeksiyonlara karúı korunmasını sa÷layabilmeli ve patojenlerin, enfekte kiúilerden hava yolu ile çevreye yayılımını en aza indirebilmelidir (Özyurt, 2007). Havalandırma sistemi; dıúarıdaki havayı içeri alan, filtre eden, nem kontrolü, ısıtma ve so÷utma ekipmanları ile fanlar, fan kanalları ve hava tahliye sistemlerinden oluúur. Filtre yetersizlikleri, yanlıú montaj ve yetersiz bakım nedenleriyle havalandırma sistemlerinin performanslarındaki azalma, hava kaynaklı infeksiyonların yayılımına katkıda bulunur. Klinikler, hastaneler ve acil yardım merkezleri gibi yüksek risk taúıyan ortamlarda, úüpheli vakalar için ayrı bir havalandırma sistemine sahip izolasyon odaları oldukça önem taúımaktadır. Hava kaynaklı partikülleri minimize etmek için havanın en az 0.25m/saniye hızla HEPA filtreden geçerek odada sirküle olması gerekmektedir. Bulaúma olasılı÷ı, havada bulunan infeksiyöz partiküllerin yo÷unlu÷u ve solunan hava miktarı ile iliúkilidir. Havalandırma sistemlerinin çalıútırılması ve bakımı uygun de÷ilse, çevresel kontroller için baúarılı bir infeksiyon programının ana unsurlarını oluúturan personel e÷itim ve ö÷retimi yetersiz kalacaktır (Özyurt, 2007). Temiz odalarda kullanılan klima tesisatlarının kalbi, filtre sistemidir. Temiz odada sa÷lanması istenilenlerin baúında, mahale sevk edilen havanın partikül ve mikroorganizmalardan arındırılmıú olmasıdır. Filtrelerin de÷iúim periyodları, dıú hava kirlili÷ine ba÷lı olarak, ön filtrelerde bir-iki ay, hassas filtrelerde altı-sekiz ay, HEPA filtrelerde üç-beú yıl arasıdır. Burada dikkat edilmesi gereken husus HEPA filtreyi korumaya yönelik, ön ve hassas filtrelerin daha sık olarak de÷iútirilmesidir (Özyurt,2007). 41 2.4.3 Cansız yüzeylerin temizli÷i Global ønfeksiyon Kontrol Toplulu÷u içinde, nozokomiyal patojenlerin geçiúini önlemek amacıyla, hastanelerdeki cansız yüzeylerin iyileútirilmesi ile ilgili halen devam eden bir tartıúma vardır. Tartıúmanın temelinde, yüzey dezenfeksiyonunun etkinli÷inin, hastalar üzerinde bir zararının oldu÷unu kanıtlayan epidemiyolojik bir veri bulunmaması (örn; nozokomiyal infeksiyon oranlarının önemli miktarda artıúı) ve bazı bilim adamlarının antimikrobiyal olmayan deterjanlarla yapılan yüzey temizli÷inin, genellikle yeterli oldu÷unu varsayması bulunmaktadır. Di÷er bilim adamları ise, yüzeylerin temizli÷inde antimikrobiyal ajanları tercih etmektedir, çünkü en azından hastaların yakın çevresinde, mikrobiyal kontaminasyona ba÷lı olarak ve nozokomiyal patojenlerin geçiúiyle meydana gelebilecek potansiyel bir infeksiyon riski bulundu÷u düúünülmektedir (Kramer et al., 2006). Hastanelerdeki yüzeylerin ve tıbbi ekipmanların temizli÷inde kullanılan bazı kavramlar úöyledir: Sterilizasyon: Bir hastanenin infeksiyon oranını ve cerrahi dalların baúarısını belirleyen faktörlerden biri de o hastanede yapılan sterilizasyon uygulamalarıdır. Sterilizasyon, ortamdaki tüm canlı ve spor halindeki mikroorganizmaların öldürülmesi iúlemidir. Hastanelerdeki sterilizasyon uygulamaları genellikle ‘sterilizasyon merkezi’ adı verilen alanlarda yürütülür. ødeal olan her hastanede bir tek sterilizasyon merkezi oluúturmak ve tüm sterilizasyon uygulamalarını bu merkezde ve yeterli bilgi birikimine sahip personel tarafından yürütmektir. Sterilizasyon için çeúitli yöntemler kullanılmaktadır. Bu yöntemler sterilizasyonun yapısına ve 42 mikroorganizmalara etkisine göre 3 ana baúlıkta toplanabilir (ùener, 2005): Fiziksel iúlemler (iyonize radyasyon, kuru ısı vs.), fizikokimyasal iúlemler (buhar, buhar/formaldehid vs.) ve kimyasal iúlemler (etilen oksit, gluteraldehid vs.) Dekontaminasyon: Dekontaminasyon, nesnelerden patojen mikroorganizmaların uzaklaútırılmasıdır. Bu da temizlik ve dezenfeksiyon ile sa÷lanır. Temizlik; su, enzimatik çözücüler ve deterjanlar yardımıyla bir nesnedeki yabancı materyalin uzaklaútırılmasıdır. Cerrahi ekipmanın üzerinde veya içerisinde kalacak organik atıklar (doku parçaları, kan ve sekresyonlar) sterilizasyonun etkinli÷ini azaltır. Bu nedenle, dekontaminasyon sırasında cerrahi malzemeler birleútirilebilir en küçük parçalarına kadar ayrılmalı ve tekrar birleútirilmeden paketlenerek sterilizasyona verilmelidir. Dezenfeksiyon: Hastane infeksiyonlarından korunmada oldukça önemli olan “dezenfeksiyon” kavramı, cansız nesneler üzerinde bulunan, potansiyel olarak patojen mikroorganizmaların (genellikle bakteri endosporlarını etkilemeden) kimyasal maddeler veya ısıya dayalı fiziksel uygulamalar ile elimine edilmesidir. Sterilizasyondan, sporisid aktivitesinin olmaması ile ayrılır. Bu tanımdan da anlaúılaca÷ı gibi dezenfeksiyon, ortamdaki tüm mikroorganizmaların ölmesinin gerekmedi÷i, ancak miktarlarının kabul edilebilir bir seviyeye düúürülmesinin yeterli oldu÷u iúlemlerde kullanılır. Bu amaçla kullanılan kimyasal maddelere “dezenfektan” denir. Endosporlara da etkili olan ve “sterilanlar” olarak da bilinen kimyasal maddelerin kullanıma girmesiyle günümüzde dezenfeksiyon terimi, mikrobiyal kontaminasyonu minimal düzeyde azaltmaktan, sterilizasyona kadar uzanan geniú bir kavramı içine alır. 43 Dezenfektan ve antiseptik maddeler, hastanelerde yo÷un bir úekilde kullanılır ve bu maddeler olmadan infeksiyon kontrollerinden söz etmek mümkün de÷ildir. Bu kimyasal ajanların içerdikleri aktif maddelerin konsantrasyonları, pH’ı , etki spektrumu (bakteri, virüs, mantar vs.), önerilen temas süresi, depolanması gibi parametreler mikrobiyal aktivitesini etkileyen faktörlerdir (Nakipo÷lu ve Gürler, 2004). Hastanelerde sıklıkla sorun olabilen mikroorganizmalar; bazı vejetatif bakterilerin yanı sıra; tüberküloz basili, mantarlar, bazı zarflı ve zarfsız viruslar, protozoonlar, prionlar ve bakteri endosporlarıdır. Dezenfektanların yararlı etkilerinin yanı sıra zararlı etkilerinin de olabildi÷i 1960’lı yıllardan sonra dikkati çekmeye baúlamıútır. Farklı tip dezenfektanların farklı kimyasal özellikleri vardır ve formülasyonları çok çeúitlilik gösterir. Bu nedenle ürünün kullanımına ait sorunlarla ve cerrahi aletlerin yüksek seviyeli dezenfeksiyonundan kaynaklanan problemlerle karúılaúmak mümkündür. Dezenfektanların birço÷u toksik özelli÷e sahip olup, cilt ve gözlere zarar verir. Bir kısmı ise oldukça koroziv özellik taúırken, bazı dezenfektanlar da kapalı alanlarda kullanıldıklarında solunum problemlerine yol açabilirler. Bazı dezenfektanlar, etkisizleúir veya di÷er temizlik geçinemezler. maddeleri ile karıútırıldıklarında Kuarterner amonyum bileúikleri sabunlarla ve birçok normal deterjanla geçimsizdir. Hipokloritler ve di÷er bazı halojen ürünler özellikle asitlerle karıútırıldıklarında oldukça reaktiftirler. Bu gibi sorunların önlenmesi için yüzeyi temizlemede deterjanlar veya di÷er kimyasal maddeler kullanılmıú ise, dezenfektan uygulanmadan önce iúlem gören bu yüzeyin temiz su ile yıkanması gereklidir (ùener, 2005). 44 2003 yılında, Hastalık Önleme ve Kontrol Merkezi’nin Sa÷lı÷ın Korunumu ve ønfeksiyon Kontrolü Uygulama ve Danıúmanlık Komitesi (CDC/HICPAC; Atlanta. GA) tarafından, halk sa÷lı÷ı tesislerindeki çevresel infeksiyon kontrolü için güncellenmiú kılavuzlar yayınlanmıútır. Bu tavsiyelerin bir kısmında, hasta koruma alanlarının temizli÷i için stratejiler belirlenmiú ve temizlik hedefi olarak úunlar belirtilmiútir: Gözle görülür bir úekilde temiz olan yüzeylerin korunmasına çalıúılmalı, daha fazla temasa maruz kalan yüzeyler, fazla temas olmayan yüzeylerden daha sık dezenfekte edilmeli ve kaza ile dökülen sıvılar hızlı bir úekilde temizlenmelidir. Çevre Koruma Ajansı (EPA)’ nın seçti÷i çevresel servis çalıúanları, hasta koruma alanlarında cansız yüzeylerin temizli÷i için deterjan ve dezenfektanların birlikte kullanımını önermektedir (Hota, 2004). 2.4.4 Temiz oda standartları Temiz odalarla ilgili çeúitli ülkeler tarafından çıkarılan standartlar bulunmaktadır. Ancak hepsinin temeli 1963 yılında Amerika Birleúik Devletleri’nde çıkarılan “U.S. Federal Standart 209” dur. Daha sonra bu standart geliútirilerek, 1988 yılında 209 D ve metrik (SI) birim sisteminde tanımı geniúletilerek de 1992 yılında 209 E standardı çıkarılmıútır. Ancak bu Federal Standart da 1999 yılında yürürlükten kaldırılmıú ve yerini ISO 14 644/1’e bırakmıútır. “Hava Temizli÷inin Sınıflandırması” adını taúıyan bu standart, 209 E’nin bir üst versiyonudur. Ttemelde her ikisi de aynı özelliklere sahip olmasına ra÷men, ISO 14 644-1 standardında ilaveten 3 sınıf daha dahil edilmiútir. ISO 14 644-1 standardına göre temiz oda sınıflandırmaları Çizelge 2.4’de gösterilmiútir. 45 Çizelge 2.3: ISO 14644-1 Standardına Göre Temiz Oda Sınıflandırmaları Sınıf ISO 1 ISO 2 ISO 3 ISO 4 ISO 5 ISO 6 ISO 7 ISO 8 ISO 9 Mikrometre ölçüsüne göre metreküpteki partikül sayısı 0.1 um 0.2 um 0.3 um 0.5 um 1 um 5 um 10 2 100 24 10 4 1,000 237 102 35 8 10,000 2,370 1,020 352 83 100,000 23,700 10,200 3,520 832 29 8,320 293 352,000 83,200 2,930 3,520,000 832,000 29,300 1,000,000 237,000 102,000 35,200 35,200,000 8,320,000 293,000 Sa÷lık alanındaki temiz odaların standartlarını belirlemek için yapılan ölçümlerde, birim hacimde (ft3 / m3), 0.5 mikron çapında bulunan partiküllerin sayısı baz alınmaktadır. ISO 14 644-1 standardına göre, ameliyathane bölümlerini de içeren steril alanlar, ISO 5 sınıfına göre de÷erlendirilmektedir. Buna göre, ISO 5 sınıfında 1 m3’de bulunması gereken 0.5 mikron çapındaki maximum partikül miktarı 3,520 ‘dır. Temiz ve steril üretim alanları için temiz hava kalitesini belirleyen faktörler partikül ve mikroorganizma sayısı olması ve 46 partikül ve mikroorganizma sayısı birbirine ba÷lantılı olarak gözükmesine ra÷men, kontrollerinin ayrı ayrı ve sınıflandırmanın da buna göre yapılması gereklidir (Kenter, 2002). Ancak, gıda ve ilaç üretim tesislerine ait, havadaki maximum mikroorganizma konsantrasyonunu belirleyen standartlar olmasına ra÷men, hastanelerdeki temiz alanlara yönelik mikroorganizma konsantrasyonunu sınırlayan bir standarda rastlanmamıútır. Bununla ilgili olarak sadece Çizelge 2.6’da belirtildi÷i gibi referans çalıúmalar (Cucchiara et al., 1994) ve öneriler mevcuttur. Çizelge 2.4: Rutin aktiviteler esnasında ve hastaların yoklu÷unda, iyot buharı ile sterilizasyonda “Air Microbe Index” e göre çevresel kontaminasyon derecesinin saptanması için referans standartlar Air Microbe Index (AMI) Seviye 0-5 Mükemmel 6-25 øyi 26-50 Uygun* 51-70 Kötü 71-100 Çok kötü *Bu seviye hastanenin hiç bir alanında aúılmamalıdır. Alanlar Çok riskli Riskli Orta ve düúük riskli - 3 Çizelge 2.5: Orta ve yüksek riskli bir hastane alanında, 1 m ‘de olması gereken maximum canlı sayısı ile ilgili belirtilen de÷erler 3 Transplantasyon odası < 10 cfu/ m 3 Ameliyathane ve yo÷un bakım odaları < 70 cfu/ m 3 Hasta servis odaları ve di÷er odalar 300-400 cfu/ m Air Microbe Index’e göre , ameliyathaneler ve yo÷un bakım ünitelerinde canlı mikroorganizma miktarı 1 m3 havada 70 cfu’dan az, hasta servis odaları ve di÷er odalarda ise 300-400 cfu arasında olması önerilmektedir (Cucchiara et al., 1994). 47 2.4.5 Ülkemizde uygulanan standartlar Temiz odalarla ilgili olarak ülkemizde “TS 11605 EN ISO 14644-1” nolu standart bulunmaktadır ve kayna÷ı “ISO 14 644-1” nolu uluslar arası standarttır. Bu standart, temiz odalar ve temiz odalarla birlikte kontrol edilen ortamların hava temizli÷inin, özellikle hava kaynaklı partikül konsantrasyonuna göre sınıflandırılmasını kapsamaktadır. Bu amaçla yararlandı÷ımız standartlardan bir di÷eri de Türkiye’de ve Avrupa’da havalandırma sistemleri ile ilgili ana referans olarak kabul edilen “Dın 1946/4” standardıdır ve bu standartta, hastane klima ve havalandırma sistemlerinin tasarımı, kullanılacak cihazların teknik özellikleri, cihazların montajı ve kullanımı sırasında dikkat edilecek hususlar, test ve bakım konularında detaylı bilgiler de verilmiútir. T. C. Sa÷lık Bakanlı÷ı’nın “Yataklı Tedavi Kurumları ønfeksiyon Kontrol Yönetmeli÷i”ne göre, ülkemizdeki bütün yataklı tedavi kurumlarında infeksiyon komitesi oluúturulması zorunludur. øki yüzden az yata÷ı olan yataklı tedavi kurumlarında da tam gün çalıúan bir infeksiyon kontrol hemúiresi görevlendirilmesi kaydıyla, di÷er mevcut üyelerin de bulundu÷u bir infeksiyon kontrol komitesi oluúturulmalıdır. Bu yönetmeli÷e göre, infeksiyon kontrol komitesi, sürveyans ve kayıt, antibiyotik kullanımının kontrolü, dezenfeksiyon, sterilizasyon, antisepsi, sa÷lık çalıúanlarının meslek infeksiyonları ve hastane temizli÷i, mutfak, çamaúırhane, atık yönetimi gibi destek hizmetlerinin hastane infeksiyonları yönünden kontrolünden oluúan faaliyet alanına sahiptir. 48 3. MATERYAL VE METOTLAR 3.1 Materyal 3.1.1 Hava örnekleri Organizmalar, øzmir øli içindeki iki ayrı hastanenin farklı noktalarından alınan hava örneklerinden izole edilmiútir. Örnekleme, Aralık 2006 - Mart 2007 tarihleri arasında yapılmıútır. Çalıúma esnasında, her hastanede, hasta odaları ve koridorların havasından ayda 1 kez olmak üzere toplam 3 kez, ameliyathane salonları, ameliyathane koridoru ve post-operatif odaların havasından ise haftalık rutin olarak yapılan genel dezenfeksiyondan 1 gün önce ve 1 gün sonra olarak ayda 2 kez, yani toplam 6 kez hava örne÷i alınmıútır. Yapılan tüm örneklemeler, sayısı ve kullanılan besiyerleri ile birlikte Çizelge 3.1 ve 3.2’de gösterilmiútir. Örnekleme için “MAS -100 Eco (Microbial Air Monitoring Systems, Merck)” isimli mikrobiyal hava örnekleme cihazı kullanılmıútır. ùekil 3.1’de resmi bulunan, ùekil 3.2’de de çalıúma úeması verilen cihaz, üretici firmanın kullanım standartlarına uyularak kullanılmıútır. Buna göre cihazın üstündeki porlu kapa÷ın altına 90 mm çaplı steril petrideki besiyeri yerleútirilmiú ve kapak kapatılarak aspire edilecek hava miktarı hacim olarak (100 lt, 200 lt) ayarlanmıú ve cihaz çalıútırılmıútır. Cihazın aspirasyon oranı yaklaúık 100 lt/dk’dır. Temiz odaların hava örneklemesi için düzenlenen uluslar arası standart, agar yüzeyinde stres etkisi ve dehidrasyon oluúturma riskinden dolayı, hava örnekleyici cihazlardaki örnekleme zamanı için 49 10 dk veya daha az, hava akım oranı için 100lt/dk ve havanın çarpma hızı için de 20m/sn olmasını önermektedir (ISO14698-1,2003). ùekil 3.1 : MAS-100 Eco, Merck Mikrobiyal Hava Örnekleme Cihazı ùekil 3.2 : Hava örnekleme cihazının çalıúma úeması Besiyerleri, her örnekleme döneminde taze olarak hazırlanıp kullanılmıú ve örnekleme alanına aseptik úartlar korunarak taúınmıútır. Örneklemeden sonra da 1.30-2.00 saat içinde örnekler laboratuara ulaútırılmıútır. Örneklemede altı farklı besiyeri kullanılmıútır; Hastane havasındaki toplam canlı mikroorganizma miktarını tespit etmek için: Plate Count Agar (PCA), Staphylococcus aureus ve di÷er stafilokok türlerini tespit etmek için: Baird-Parker Agar ve Staphylococcus-Streptococcus Selective Medium (CNA Agar), 50 Enterokokların izolasyonunda Kanamycin Esculine Azide Agar (KEAA), Pseudomonas aeruginosa’nın tespitinde de Pseudomonas Agar P ve Cetrimide Agar kullanılmıútır. Örnekler, hasta odası tek yataklı ise hasta yata÷ının 0.75 -1.00 m uza÷ından, iki veya daha fazla yataklı ise odanın merkezinden alınmıútır . Ameliyathane salonlarında ameliyat masasının 0.75-1.00 m uza÷ından, servis ve ameliyathane koridorlarının da geçiú alanının ortalarından alınmıútır. Örnekler alınırken, yerden yükseklik 1.30-1.50 m olarak ayarlanmıútır. Hasta odaları ve servis koridorları gibi 2. sınıf ortamlardan örnekleme yapılırken, örnekleme cihazının aspirasyon miktarı 100 lt olarak ayarlanmıú; ameliyathane salonları, ameliyathane koridorları ve post-operatif odalar gibi 1. sınıf bölgelerde ise, daha az mikroorganizma konsantrasyonlarına dahi ulaúabilmek için, her petriye 200 lt hava aspire edilmiútir. Aspire edilen havadaki koloni miktarının hesaplanması 1 m3 = 1000 lt oldu÷u için; Petride sayılan koloni miktarı (cfu) x 1000 (lt) = cfu/ m3 Aspire edilen hava (lt) Bu úekilde, litre cinsinden aspire edilen havadaki koloni oluúturabilecek canlı mikroorganizma sayısının, m3’deki karúılı÷ı hesaplanmıú olur. 51 Çizelge 3.1 : 1 Nolu Hastanede Örnek Alınan Noktalar ve Besiyerlerine Alınan Örnek Sayıları ÖRNEK ALINAN NOKTA SAYISI Örnek alınan besiyeri 1. Ay Örn 2. Ay Örn 3. Ay Örn Hasta Odası N=5 Servis Koridoru N=1 Prematüre Odası N=1 Ameliyatha ne Salonu N=3 D.Ö D.S. 3 3 3 3 3 3 3 3 - Ameliyathane Koridoru N=1 D.Ö. D.S. 1 1 1 1 1 1 1 1 - Post - op Odası N=1 D.Ö D.S 1 1 1 1 1 1 1 1 - PCA KEAA BPA CA PAp CNA 5 5 5 5 - 1 1 1 1 - 1 1 1 1 - PCA KEAA BPA CA PAp CNA 5 5 5 5 - 1 1 1 1 - 1 1 1 1 - 3 3 3 3 - 3 3 3 3 - 1 1 1 1 - 1 1 1 1 - 1 1 1 1 - 1 1 1 1 - PCA KEAA BPA CA PAp CNA 5 5 5 5 5 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 3 3 3 3 3 3 3 3 3 3 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 nolu hastanenin hasta odaları (n=5), servis koridoru (n=1) ve prematüre odasından (n=1) ayda 1 kez olmak üzere toplam 3 kez, ameliyathane salonları (n=3), ameliyathane koridoru (n=1) ve postoperatif odadan (n=1) dezenfeksiyondan önce 1 ve dezenfeksiyondan sonra da 1 olmak üzere ayda 2, toplam da 6 kez örnek alınmıútır. Örneklemelerde 1. ve 2. ay PCA, KEAA, BPA ve CA içeren petriler kullanılmıú, her noktada bu 4 ayrı besiyerine hava örne÷i alınmıútır. 3. ay örneklemesinde de aynı besiyerleri kullanılmıú yalnız bu kez CA yerine PAp ve ilave olarak da CNA besiyerleri kullanılmıútır. 52 Çizelge 3.2: 2 nolu Hastanede Örnek Alınan Noktalar ve Besiyerlerine Alınan Örnek Sayıları ÖRNEK ALINAN NOKTA SAYISI Örnek alınan besiyeri 1. Ay Örn 2. Ay Örn 3. Ay Örn Hasta Odası N=5 Servis Koridor N=1 Ameliyathane Salonu N=3 Ameliyathane Koridoru N=1 D.S. 3 3 3 3 - D.Ö. 1 1 1 1 - D.S. 1 1 1 1 - Post - op Odası N=1 D.Ö D.S 1 1 1 1 1 1 1 1 - PCA KEAA BPA CA PAp CNA 5 5 5 5 - 1 1 1 1 - D.Ö. 3 3 3 3 - PCA KEAA BPA CA PAp CNA 5 5 5 5 - 1 1 1 1 - 3 3 3 3 - 3 3 3 3 - 1 1 1 1 - 1 1 1 1 - 1 1 1 1 - 1 1 1 1 - PCA KEAA BPA CA PAp CNA 5 5 5 5 5 1 1 1 1 1 3 3 3 3 3 3 3 3 3 3 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 2 nolu hastanenin de hasta odaları (n=5) ve servis koridorundan (n=1) ayda 1 kez olmak üzere toplam 3 kez, ameliyathane salonları (n=3), ameliyathane koridoru (n=1) ve postoperatif odadan (n=1) dezenfeksiyondan önce 1 ve dezenfeksiyondan sonra da 1 olmak üzere ayda 2, toplam 6 kez örnek alınmıútır. Örneklemelerde 1. ve 2. ay PCA, KEAA, BPA ve CA içeren petriler, 3. ay örneklemede ise CA yerine PAp ve ilaveten CNA kullanılmıútır. 53 3.1.2 Bakterilerin ødentifikasyonunda kullanılan kontrol suúlar • Staphylococcus aureus ATCC 6538 p • Staphylococcus epidermidis ATCC 12228 • Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853 • Enterococcus faecalis ATCC 29212 • Escherichia coli ATCC 29998 • Micrococcus luteus ATCC 9341 3.1.3 øzolasyon ve identifikasyonda kullanılan besiyerleri Besiyeri 1: Bacto Plate Count Agar (PCA) Bacto tryptone 5.0 gr Bacto yeast extract 2.5 gr Bacto dextrose (glucose) 1.0 gr Bacto agar 15.0 gr Besiyeri içeri÷i yukarıdaki úekilde olan Difco markalı “0479-17” nolu “Bacto Plate Count Agar” isimli hazır dehidre toz besiyeri kullanılmıútır. Besiyeri, distile suda çözülmüú ve otoklavda 121˚ C’de 15 dk. steril edilmiútir. Hazırlanan ortam, hava örneklerinin toplam canlı sayımında kullanılmıútır (Atlas, 2004) Besiyeri 2: Baird-Parker Medium (BPA) Trypton 10.0 gr Beef extract 7.5 gr Yeast extract 1.0 gr Sodium pyruvate 10.0 gr 54 Glycine 12.0 gr Lithium chloride 5.0 gr Agar No:2 20.0 gr Distile su 950 ml pH:6.8 *Egg-yolk tellurit emülsiyonu 50 ml “LAM M marka, kat. no: LAB 85, Baird Parker Medium” hazır dehidre besiyeri içeri÷i distile suda çözüldükten sonra 121˚ C’de 15 dk. steril edilmiútir. “Merck” marka steril “egg-yolk tellurit emülsiyonu”, ortam 45-50˚ C’ye so÷utulduktan sonra 50 ml/lt olacak úekilde ve aseptik koúullarda Staphylococcus ortama ilave edilmiútir. Hazırlanan ortam aureus ve koagulaz negatif stafilokok türlerinin izolasyonunda kullanılmıútır (Atlas,2004). Besiyeri 3: Kanamycin Esculin Azide Agar (KEAA) Peptone from casein 20.0 gr Yeast extract 5.0 gr Sodium chloride 5.0 gr Sodium citrate 1.0 gr Sodium azide 0.15 gr Kanamycine sulfate 0.02 gr Esculin 1.0 gr Ammonium iron (III) citrate 0.5 gr Agar-agar 15.0 gr Distile su 1000 ml 55 “1.05222 no’lu, Merck marka, Kanamycin Esculin Azide Agar” hazır dehidre besiyeri kullanılmıútır. Besiyeri içeri÷i distile suda çözülmüú ve otoklavda 121˚ C’de 15 dk. steril edilmiú ve steril petrilere dökülmüútür. Hazırlanan ortam Enterococcus türlerinin izolasyonunda kullanılmıútır (Atlas, 2004). Besiyeri 4: Bacto Cetrimide Agar Bacto peptone 20.0 gr Magnesium chloride Potassium sulfate 1.4 gr 10.0 gr Cetrimide 0.3 gr (cetyltrimethylammoniumbromide) Bacto agar 13.6 gr Distile su 1000 ml “Difco marka 0854-17-8 kat nolu Bacto Cetrimide Agar” isimli hazır toz besiyeri içeri÷i distile suda çözüldükten sonra 10 ml/lt gliserol ilave edilmiú ve 121˚ C’de 15 dk. otoklavda steril edilmiútir. Pseudomonas aeruginosa’nın izolasyonu için kullanılmıútır (Atlas, 2004). Besiyeri 5 : Bacto Pseudomonas Agar P Bacto Peptone Magnesium Chloride 20.0 g 1.4 g Potassium Sulfate 10.0 g Bacto Agar 15.0 g Distile su 1000 ml pH:7 56 “Difco” marka “Bacto Pseudomonas Agar P” isimli hazır dehidre besiyeri kullanılmıútır. Yukarıdaki içeri÷e sahip besiyeri 10 gr/lt glycerol içeren distile suda çözüldükten sonra otoklavda steril edilmiútir. Hazırlanan besiyeri hastane havasından Pseudomonas aeruginosa’nın izolasyonu için kullanılmıútır (Atlas, 2004). Besiyeri 6: Columbia Blood Agar Base Special pepton 23.0 gr Agar 10.0 gr NaCl 5.0 gr Starch 1.0 gr Distile su 1000 ml Oxoid marka, CM 331 katalog no’lu hazır dehidre besiyeri kullanılmıútır. Besiyeri distile suda çözülerek otoklavda 121˚ C’de 15 dk. steril edilmiútir. Columbia Blood Agar Base, Besiyeri 6’da belirtilen “Staphylococcus/Streptococcus ortamının bileúeni olarak Selective havadaki Medium (CNA organizmaların Agar)” hemolizin özelliklerine göre ayırt edilebilmesi amacıyla stafilokokların hava örneklerinden izolasyonunda kullanılmıútır (Atlas, 2004). Besiyeri 7: Staphylococcus/Streptococcus Selective Medium (CNA Agar) Columbia blood agar base 1000 ml Horse blood, defibrinated 50 ml Antibiotic inhibitor 10 ml ƔpH 7.3 57 *Antibiotic inhibitor Nalidixic acid 0.015 gr Colistin sulfate 0.01 gr Ethanol(%95) 10 ml Besiyeri 6’da anlatıldı÷ı úekilde hazırlanan Columbia Blood Agar Base ortamı otoklavda steril edilip 45-50˚ C’ye so÷utulduktan sonra, aseptik koúullarda, içerisine % 5 oranında defibrine kan ve etanolde çözülerek filtre ile steril edilmiú antibiyotik inhibitör ilave edilmiútir. Çalkalanarak seri bir úekilde steril petrilere paylaútırılan CNA Agar ortamı, antibiyotik inhibitörü sayesinde Staphylococcus ve Streptococcus türlerinin büyümesini teúvik ederken di÷er gr(-) bakterileri inhibe eden ve hemoliz özelli÷ine dayalı ayırt edicili÷i de olan bir ortamdır. Staphylococcus aureus ve di÷er Staphylococcus türlerinin hava örneklerinden izolasyonunda kullanılmıútır (Atlas, 2004). Besiyeri 8: Furazolidone (FTO) Agar Peptone 10 gr Yeast extract 5 gr Sodium chloride 5 gr Glucose 1 gr Agar (Difco) 12 gr Distile su 1000 ml pH:7.0 Ortam bileúenleri karıútırılıp otoklavda 121˚C’de 15 dk steril edildikten sonra 48˚C’ye so÷utulmuútur. Daha sonra furazolidonun 58 %0.02’lik hazırlanmıú aseton solüsyonunun 100 ml’si yavaú bir úekilde bazal ortama karıútırılmıútır. Ortamı petrilere paylaútırmadan önce, içerisindeki asetonun buharlaúması için ortam úiúesi kapa÷ı biraz gevúetilerek 3-5 dk bir su banyosunda bekletilmiútir. Hazırlanan ortam micrococcus türleri için büyümeyi destekleyici, buna karúın Staphylococcus türlerinin büyümesini baskılayan bir ortam oldu÷u için organizmaların Staphylococcus-Micrococcus ayrımında kullanılmıútır (Sneath et al, 1986). Besiyeri 7: P Agar Bacto peptone 10 gr Bacto yeast extract 5 gr Sodium chloride 5 gr Glucose 1 gr Bacto agar 15 gr Distile su 1000 ml Ortam bileúenleri karıútırılıp 121˚ C’de 15 dk. otoklavda steril edilmiútir ve petrilere dökülmüútür. Besiyeri organizmaların koloni çapını belirlemek için kullanılmıútır (Sneath et al, 1986). Besiyeri 8: Oksidasyon-Fermentasyon Ortamı (Hugh and Leifson O/F Medium) Peptone (digest of casein) 2.0 gr NaCl 5.0 gr K2HPO4 0.3 gr Bromothymol blue 0.03 gr Agar 3.0 gr 59 Distile su 1000 ml pH: 7.2 Ortam bileúenleri karıútırılıp kaynatılarak çözülmüútür. pH 7.2’ye ayarlandıktan sonra her tüpte 3-4 ml olacak úekilde küçük tüplere paylaútırılmıútır. Her organizma ve kontrol organizmalar için 2’úer tüp hazırlanmıútır. Tüplere paylaútırılan besiyeri 121˚ C’de 15 dk. otoklavda steril edilmiútir. Glukoz hariç di÷er karbonhidratların ço÷u, yüksek ısıdan dolayı bozulmaya u÷radı÷ı için filtre ile steril edilip, ortam 45-50 ˚ C’ ye so÷utulduktan sonra % 10 oranında, her tüpteki son konsantrasyonu % 1 olacak úekilde ortama ilave edilmektedir. Ancak glukoz 121 ˚ C otoklav ısısına dayanıklı oldu÷u için besiyeri bileúenleriyle birlikte, %10 oranında ortama ilave edilip otoklavda steril edilmiútir. Bu besiyeri yarı katıdır ve organizmaların glukozu fermentasyon yoluyla mı yoksa oksidasyon yoluyla mı kullandı÷ının tespit edilmesinde kullanılmıútır (Atlas, 2004) . Besiyeri 9: Üre Agar Pepton 1.0 gr NaCl 5.0 gr Glukoz 1.0 gr KH2PO4 2.0 gr Fenol Red 6.0 ml (%0.2’lik solüsyondan) Agar 20.0 gr Distile su 1000 ml *üre solüsyonu (%20’lik) pH: 6.9 60 Ortam bileúenleri karıútırılıp pH’ı 6.9’a ayarlandıktan sonra 121˚ C’de 15 dk steril edilmiútir. Hazırlanan ortam 55˚ C’ye kadar so÷utulduktan sonra önceden filtre ile steril edilmiú ürenin % 20’lik solüsyonundan ortamdaki son konsantrasyonu % 2 olacak úekilde aseptik koúullarda ortama ilave edilmiú ve besiyeri hızlı bir úekilde steril petrilere paylaútırılmıútır. Bu besiyeri organizmaların üreaz aktivitesini belirlemek amacıyla kullanılmıútır (Gerhardt et al., 1994). Besiyeri 10: Arginine Dihydrolase Broth (Thornley Ortamı) Peptone 1.0 gr NaCl 5.0 gr K2HPO4 0.3 gr Agar 3.0 gr Fenol Red 0.01 gr L-Arginine HCl 10.0 gr Distile su 1000 ml pH:7.2 Ortam bileúenleri birlikte kaynatılıp çözüldükten sonra pH’ı 6.9’a ayarlanmıútır ve her tüpe 3-4 ml olacak úekilde küçük tüplere paylaútırılıp otoklavda 121˚ C’de 15 dk steril edilmiútir. Thornley ortamı olarak da bilinen bu ortam organizmaların arginini karbon kayna÷ı olarak kullanıp kullanmadı÷ını kullanılmıútır (Gerhardt et al.,1994). saptamak amacıyla 61 Besiyeri 11: DNase Test Agar Tryptose 20.0 gr NaCl 5.0 gr Deoxyribonucleic acid (DNA) 2.0 gr Agar-agar 15.0 gr Distile su 1000 ml pH: 7.3 “Merck marka, Cat.No: 1.10449.0500” olan hazır dehidre DNase test agar içeri÷i distile suda çözülerek 121˚ C’de 15 dk steril edilmiútir ve petrilere paylaútırılmıútır. Ortam, organizmalarda DNase varlı÷ını saptamak amacıyla kullanılmıútır (Atlas, 2004). Besiyeri 12: Bacto Mannitol Salt Agar Bacto Proteose Peptone No:3 10.0 gr Bacto Beef Extract 1.0 gr Bacto D-Mannitol 10.0 gr Sodium Chloride 75.0 gr Bacto Agar 15.0 gr Bacto Phenol Red 0.025 gr Distile su 1000 ml Difco marka 0306-17-2 no’lu hazır dehidre besiyeri kullanılmıútır. Bileúenleri yukarıdaki gibi olan toz besiyeri distile suda çözülerek 121˚ C’de 15 dk otoklavda steril edilmiú ve aseptik koúullarda petrilere dökülmüútür. Staphylococcus türlerinin % 7.5 tuz konsantrasyonunda büyüme ve mannitolü karbon kayna÷ı olarak kullanma kapasitesini ölçmek amacıyla kullanılmıútır (Atlas, 2004). 62 Besiyeri 13: Bacto Blood Agar Base Beef Heart, infusion from 500 gr Bacto Tryptose 10 gr Sodium chloride 5.0 gr Bacto Agar 15.0 gr Distile su 1000 ml Distile su ile çözülen “Difco” marka, “0045-17-8” no’lu hazır besiyeri otoklavda steril edildikten sonra 45-50˚ C’ye so÷utulmuútur ve aseptik koúullarda % 5 oranında insan kanı bu ortama ilave edilerek petrilere paylaútırılmıútır. Elde edilen besiyeri organizmaların kandaki hemoliz özelliklerini belirlemek amacıyla kullanılmıútır (Atlas, 2004). Besiyeri 14: Karbonhidrat Fermentasyon Ortamı “Merck” marka “10987” no’lu hazır Phenol Red Broth Base ortamı distile su ile çözüldükten sonra fermentasyon tüplerine 4-5 ml olacak úekilde paylaútırılmıútır. Filtre ile steril edilmiú karbonhidrat solüsyonundan ortam içerisindeki son konsantrasyonu % 1 olacak úekilde her tüpe steril pipetler yardımıyla paylaútırılmıútır. Hazırlanan sıvı ortam, organizmaların test edilen karbonhidratları fermente edip etmediklerini tespit etmek için kullanılmıútır (Gerhardt et al, 1994). Besiyeri 15: Bacto Nutrient Agar Bacto Beef Extract 3 gr Bacto Peptone 5 gr Bacto agar 15 gr Distile Su 1000 ml 63 “Difco” marka “0001-17-0” no’lu “Bacto Nutrient Agar” hazır besiyeri kullanılmıútır. Ortam bileúenleri distile suda çözülerek otoklavda steril edilmiútir ve petrilere paylaútırılmıútır. Organizmaların sıcaklık de÷iúimlerindeki büyümelerini gözlemek için büyüme ortamı olarak, stafilokok izolatlarında koloni pigmentini gözlemek için ve yatık nutrient agar hazırlamak için kullanılmıútır (Atlas, 2004). Besiyeri 16: Yatık Nutrient Agar Bacto Nutrient Agar hazır besiyeri suda çözülerek 5-6 ml olacak úekilde tüplere paylaútırılarak otoklavda 121˚ C’de 15 dk steril edilmiútir. Otoklavdan çıkan ortam tüpleri e÷ik bir úekilde so÷utularak katılaúması sa÷lanmıú aktarılmasında ve ve organizmaların identifikasyon testlerinde stok kültürlerinin kullanılacak taze kültürlerin hazırlanmasında kullanılmıútır (Atlas, 2004). Besiyeri 17: Nutrient Broth Pepton from meat 5.0 gr Meat extract 3.0 gr “Merck” marka “1.05443” no’lu hazır dehidre besiyeri kullanılarak hazırlanmıútır. Besiyeri distile su ile çözüldükten sonra tüplere paylaútırılmıú ve otoklavda steril edilmiútir. Sıvı bir ortamdır ve özellikle taze sıvı kültür hazırlanmasında ve bazı identifikasyon testlerinde kullanılmıútır (Atlas, 2004). Besiyeri 18: NaCl Agar Nutrient Agar bileúenleri, istenilen oranda NaCl ilavesi (%10 %15) yapılarak çözülmüú, otoklavda steril edilmiú ve petrilere 64 dökülmüútür. Ortam, organizmaların tuz toleranslarını tespit etmek için kullanılmıútır (Atlas, 2004). Besiyeri 19: Triptic Soy Agar Casein peptone 17.0 gr Soy peptone 3.0 gr Sodium chlorid 5.0 gr Dipotassium phosphate 2.5 gr Dextrose 2.5 gr Yukarıdaki bileúenlere sahip “Criterion” marka “C7141” katalog nolu “Triptic Soy Broth” hazır dehidre besiyerine % 1.5 gr oranında agar eklenerek distile suda çözülmüú ve elde edilen Triptic Soy Agar ortamı tüplere paylaútırılmıútır. Otoklavda 121˚ C’de 15 dk steril edildikten sonra e÷ik bir úekilde so÷utularak yatık TSA hazırlanmıútır. Hazırlanan yatık TSA ortamı hava örneklerinden izole edilen enterokok izolatlarının stok ortamı olarak ve identifikasyon testlerinde de taze kültür hazırlamak için kullanılmıútır (Atlas, 2004). Besiyeri 20: Thioglycollate Medium Beef extract 1.0 gr Yeast extract 2.0 gr Balanced peptone No:1 5.0 gr Dextrose 5.0 gr Sodium chloride 5.0 gr Sodium thioglycollate 1.1 gr Methylene blue 0.002 gr Agar No:1 1.0 gr 65 Distile su 1000 ml pH:7.1 “LAB M” markalı “LAB 64” no’lu hazır toz besiyeri distile su ile çözülmüú ve uzun tüplere 15’er ml olarak paylaútırılmıútır. Otoklavlanarak steril edilmiú ortam derin olması ve içeri÷indeki tiyoglikolatın ortamdaki serbest oksijeni ba÷lama kapasitesinden dolayı da anaerobik bir ortamdır. Organizmaların anaerobik ortamda büyüme kapasitelerini ölçmek için kullanılmıútır (Atlas, 2004). Besiyeri 21: Brain Heart Infusion Agar Calf Brains, Infusion from 200 g 7.7 gr Beef Heart, Infusion from 250 g 9.8 gr Proteose Peptone 10.0 gr Dextrose 2.0 gr Sodium Chloride 5.0 gr Disodium Phosphate 2.5 gr Ticari olarak temin edilen Difco markalı “Brain Heart Infusion Broth” dehidre besiyerine % 1.5 oranında agar ilavesiyle elde edilmiú ve distile suda çözülüp steril edildikten sonra identifikasyon testlerinde ve enterokoklardaki sarı pigmentasyonu kullanılmıútır (Atlas, 2004). Besiyeri 22: Nitrat Broth Nutrient Broth KNO veya NaNO 3 Distile su 13,0 gr 3 5,0 gr 1000 ml saptamak amacıyla 66 Hazır nutrient broth besiyerine % 1 oranında potasyum nitrat ilavesiyle hazırlanmıútır ve tüplere paylaútırılıp steril edildikten sonra organizmaların nitrat redüksiyon testinde kullanılmıútır (Atlas, 2004). Besiyeri 23: Muller Hinton Agar Beef infusion solids 4.0 g Starch 1.5 Casein hydrolysate 17.5 Agar 15.0 pH 7.4 +/- 0.2 Yukarıdaki içeri÷e sahip “70191, Sigma” marka hazır besiyeri kullanılmıútır. Mikroorganizmaların antibiyotik duyarlılıklarını ölçmek için test ortamı olarak kullanılmıútır (Atlas, 2004). 3.1.4. Kullanılan çözelti ve boyalar Çözelti 1:Gram’ın Kristal Violet Boyası Kristal Violet 2 gr Etil Alkol (%95’lik) 20 ml Amonyom oksalat 0.8 gr Distile su 80 ml 20 ml etil alkolde 2 gr Kristal violet çözülmüútür. 80 ml distile suda da 0.8 gr amonyum oksalat çözüldükten sonra bu çözeltiye alkolde çözülmüú olan kristal violet ilave edilerek karıútırılmıútır. Hazırlanan bu boya çözeltisi, gram boyama iúleminde kullanılmıútır (Atlas, 2004). 67 Çözelti 2: Gram’ın Safranin Boyası Safranin 0.25 gr Etanol 10 ml Distile su 1000 ml Safranin etanolde çözüldükten sonra distile su ilave edilerek iyice karıútırılmıútır. Daha sonra filtre ka÷ıdından süzülerek gram boyama iúlemlerinde kullanılmıútır (Atlas, 2004). Çözelti 3: Gram øyodür Çözeltisi øyot 1.0 gr Potasyum iyodür 2.0 gr Distile su 300 ml øyot ve potasyum iyodür, havanda toz haline getirildikten sonra distile su yavaú yavaú ilave edilerek iyice karıútırılmıútır. Elde edilen bu çözelti gram boyama iúlemlerinde kullanılmıútır (Tamer vd., 1989) Çözelti 4: % 95’lik Etanol Saf Etil alkol Distile su 95 ml 5 ml Belirtilen miktarda distile su ile karıútırılarak hazırlanan % 95’lik etanol çözeltisi organizmaların gram boyamalarında kullanılmıútır (Tamer vd., 1989). Çözelti 5: % 3’lük Hidrojen Peroksit (H2O2) Ticari olarak temin edilen (oksijenli su adıyla bilinir) bu çözelti, organizmaların katalaz aktivitelerini belirlemek amacıyla kullanılmıútır. 68 Çözelti 6: Tetrametil parafenilen diamin dihidroklorid Tetra-metil para- fenilen diamin hidroklorür 1 gr Distile su 100 ml Distile suda çözülerek hazırlanan % 1‘lik çözelti, izolatların oksidaz testinde ayıraç olarak kullanılmıútır (Gerhardt et al., 1994) Çözelti 7: Egg-yolk Tellurit Emülsiyonu Sterile egg-yolk 200 ml NaCl 4.25 gr Potassium tellurite 2.1 g Distile su son hacmi 1000 ml’ ye tamamlayacak kadar “Merck” markalı “Cat. No. 1.03785.0001” olan ticari olarak temin edilen ürün, Besiyeri 1’de adı geçen Baird Parker Medium’un katkısı olarak kullanılmıútır. Baird Parker bazal ortamına 950 ml’ye 50 ml olacak úekilde ilave edilmiútir (Atlas, 2004). Çözelti 8: 1 N HCl Çözeltisi % 37’lik HCl’den 8,4 ml alınarak distile suyla 100 ml’ye tamamlanarak hazırlanır. Hazırlanan çözelti, DNase agarda üreyen kolonilerin üzerine dökülerek, mikroorganizmaların DNase aktivitesinin tespitinde kullanılmıútır (Tamer vd,1989). Çözelti 9: Üre Solüsyonu Üre 4gr Distile su 10ml Üre distile suda iyice çözüldükten sonra, elde edilen % 40’lık üre solüsyonu filtre ile steril edilmiútir. Daha sonra 95 ml steril Üre 69 Agar bazal ortamına steril edilmiú 5ml üre solüsyonu ilave edilmiútir. Üre solüsyonu, organizmaların üreaz varlı÷ını tespit etmek için kullanılmıútır (Gerhardt et al., 1994). Çözelti 10: Glisin-NaOH Tampon Çözeltisi 0.01 M Glisin 15.01 gr glisin/1 lt distile su 2 M NaOH 15.01 gr glisin 100 ml distile suda çözülmüútür ve 2 molar NaOH ile pH’sı 10.5’a ayarlanmıútır ve distile su ile 1 L’ye tamamlanmıútır. Hazırlanan çözelti 0-8 °C’de 1 ay saklanabilecek özelliktedir (Altıntaú, 2006) Hazırlanan tampon çözeltinin 100 ml’sine 0.01 M pNPP (0.307 gr) ilave edilerek “alkalen fosfataz” testinde kullanılmıútır (Gerhardt et al.,1994) Çözelti 11: Tavúan Plazması Uygun kalitedeki, ticari dehidre tavúan plazması kullanılır. ømalatçı firma talimatlarına göre dehidre edilir. Dehidre plazmaya % 0,1 oranında EDTA (etilendiamin tetra asetik asit) çözeltisi ilave edilir. Oksalatlı veya heparinli plazmaya EDTA ilave edilmez Dehidre tavúan plazması bulunamadı÷ında, taze steril tavúan plazması 1+3 oranında steril su ile seyreltilir (TS 6582, 1989). Koagülaz testinin gerçekleútirilmesi iin tavúan plazması yerine insan plazması da kullanılabilece÷i belirtilmiútir ( Tamer vd, 1989). Bu çalıúmada da koagülaz varlı÷ını tespit etmek için, tavúan plazması yerine EDTA ’lı insan plazması kullanılmıútır. 70 Çözelti 12: Mineral ya÷ Ticari olarak temin edilen mineral ya÷, oksidasyon- fermentasyon testinde, arginin dihidrolaz testinde ve Api 20 Strep ile Api Staph hazır identifikasyon panellerini uygularken, organizmaların hava ile temasını kesmek amacıyla kullanılmıútır (Sneath et al, 1986) Çözelti 13: Sülfanilik asit çözeltisi Sülfanilik asit 8 gr Asetik asit (5N) 1000 ml (veya Glasiyel asetik asit 294 ml) Distile su 706 ml Glasiyel asetik asit veya 5N’lık asetik asit, distile suya ilave edilerek karıútırılmıú ve sülfanilik asit ilave edilerek iyice çalkalanmıútır. Nitrat redüksiyon testinde ayıraç olarak kullanılmıútır (Gerhardt et al., 1994). Çözelti 14: Į-Naftol Çözeltisi Į-Naftol 5 gr Etanol (%95’lik) 100 ml Belirtilen miktarda Į-Naftol etanolde çözülerek hazırlanmıútır ve yine nitrat redüksiyon testinde kullanılmıúitır (Gerhardt et al., 1994). 71 3.1.5 Kullanılan Test Stripleri ve ødentifikasyon Panelleri • ONPG Diskleri (49940, Fluka) Ticari olarak temin edilmiú “Fluka marka 49940 nolu ONPG diskleri” , organizmaların beta galaktosidaz aktivitesini ölçmek amacıyla kullanılmıútır (Atlas, 2004). • Api Staph (20500, Biomerieux, France) Biyokimyasal ve morfolojik testlerle genus düzeyinde identifikasyonu yapılan stafilokok türlerinin, hazır identifikasyon panelleri ile de tür düzeyinde tanımlanması amacıyla kullanılmıútır. • Api Strep 20 (20600, Biomerieux, France) Biyokimyasal ve morfolojik testlerle genus düzeyinde identifikasyonu yapılan enterokok türlerinin, hazır identifikasyon panelleri ile de tür düzeyinde tanımlanması amacıyla kullanılmıútır. • Reaktifler Api testlerinde reaktif olarak, aúa÷ıdaki malzemeler kullanılmıútır. Vp1+Vp2 (2*2 AMP) Nıt1+Nıt2 (2*2 AMP) ZYM A (2*1 AMP) ZYM B (2*1 AMP) NIN (ninhydrin) Suspensıon Medıum 70422 70442 70494 70493 70491 70700 Biomerieux Biomerieux Biomerieux Biomerieux Biomerieux Biomerieux 72 3.1.6 Antibiyogram testlerinde kullanılan antibiyotikler Furazolidone Ampicillin 10 µg Chloramphenicol 10 µg Clindamisin 2 µg Gentamisin 10µg Novobiocin 5 µg Trimetoprim Sulfametaxosol 25 µg Oxacilline 1 µg Vancomycin 30 µg Amoxycillin/Clavulonic Asit 30 µg Cefuroxime Sodium 5 µg ømipenem 10 µg Ciprofloksasin 5 µg (F9505, (CT 003 B, (CT 012 B, (CT 064 B, (CT 024 B , (CT 037 B, (CT 052 B, (CT 159 B, (CT 058 B, (CT 223 B, (CT 406 B, (CT 455 B, (CT 425 B, Sigma) Oxoid) Oxoid) Oxoid) Oxoid) Oxoid) Oxoid) Oxoid) Oxoid) Oxoid) Oxoid) Oxoid) Oxoid) 3.2 Metotlar 3.2.1 Toplam canlı sayıları Bölüm 3.1.1’de belirtildi÷i úekilde hava örne÷i alınan her PCA petrisi, 37˚C’de 24 saat süre ile inkübasyona bırakılmıútır. ønkübasyon sonunda, petrilerde büyüme gösteren koloniler sayılmıú ve her noktaya ait aspire edilen hava miktarı ile birlikte not edilmiútir. Daha sonra her noktadan alınan hava örne÷indeki toplam canlı sayısı cfu/m³ cinsinden hesaplanmıútır. 3.2.2 Bakterilerin izolasyonu Baird-Parker Agar (BPA) , ISO, FDA, AOAC, IDF gibi uluslar arası kuruluúlar tarafından S. aureus’un izolasyonu ve sayımı için önerilen ve bu amaçla en yaygın kullanılan bir besiyeridir (Atlas, 73 2004). Bu sebeple, hava örneklerinden S. aureus ve KNS türlerinin izolasyonu için kullanılmıútır. Bölüm 3.1.2’de Selective Medium” (CNA) olarak belirtilen “Staphylococcus-Streptococcus aynı zamanda “Columbia Nalidiksik Asit Agar” anılmaktadır. CNA’ nın antimikrobiyal maddelerden colistin, polymixin B içeri÷inde bulunan ve nalidiksik asit, ortamdaki gram negatif bakterileri inhibe ederken, gram pozitiflerin büyümesine fırsat verir. Bu nedenle CNA gram pozitifler için seçici bir ortamdır. Ayrıca ortam kan içerdi÷i için, organizmaların hemoliz özelliklerine göre de ayırt edilmesine fırsat vermektedir (Atlas, 2004). Bu özellikleri nedeniyle S. aureus’u hava örneklerinden izole etmek için di÷er bir ortam olarak CNA tercih edilmiútir Enterococcus türlerinin izolasyonu için, Kanamycin Esculine Azide Agar (KEAA) ortamı kullanılmıútır. Ortamın içeri÷indeki azid ve kanamycin, eúlik eden bakteriyel floranın ço÷unu inhibe ederken, D Grubu streptokokların büyümesine fırsat veren seçici bir ortam olmakla birlikte, içeri÷indeki eskulinin hidroliziyle koloninin etrafında siyahlaúmaya neden oldu÷u için, aynı zamanda da enterokoklar için ayırt edici bir ortamdır (Atlas, 2004). Pseudomonas aeruginosa’nın izolasyonu için Cetrimide Agar (CA) ve Pseudomonas Agar P (PAp) ortamları tercih edilmiútir. Pseudomonas Agar P ortamı, içeri÷i nedeniyle pseudomonaslar tarafından pyocyanin ve/veya pyorubin oluúumunu destekleyerek ayırt edicilik sa÷layan bir ortamdır ve bu sebeple izolasyonda kullanılmıútır (Atlas, 2004). PAp petrileri 35˚C’de inkübe edilmiú, 24 saat, 48saat, 72 saat ve 7. günün sonunda petriler kontrol edilmiú ve büyümeyle birlikte P. aeruginosa’ya özgü pyocianin pigmentinin varlı÷ından dolayı oluúabilecek mavi-yeúil renkli koloniler aranmıútır. 74 Cetrimide Agar’ın içeri÷indeki “Cetyltrimethylammonium bromide” eúlik eden bakteriyel floranın büyük ço÷unlu÷unu inhibe ederken P. aeruginosa’nın büyümesini ve pigment etkilemeyen ayırt edici bir ortamdır (Atlas, 2004). üretimini Bu sebeple CA ortamı da P. aeruginosa’nın izolasyonunda kullanılmıútır ve hava örne÷i alınan CA petrileri aynı úekilde 48 saat süresince 35 ƕC’de inkübe edilmiútir. 3.2.3 Bakterilerin identifikasyonunda kullanılan testler Hava örneklerinden ayırt edici ve seçici besiyerindeki koloni özelliklerine göre izole edilen organizmaların tür düzeyinde tanılanması için “Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, Volume 2” ve “The Procaryotes” kitaplarında yer alan konvansiyonel testlerden yararlanılmıútır. Buna göre, organizmalar öncelikle gram reaksiyonlarına göre ayrılmıú ve gram pozitif kok morfolojisinde olan izolatlar, katalaz enzimi ve sitokromların varlı÷ına göre ayrılmıútır (Sneath et al., 1986). Çizelge 3.3’de görüldü÷ü gibi fakültatif anaerobik gr (+) koklar katalaz ve sitokromların varlı÷ına göre 2 grupta toplanmıútır: 1. grup: Katalaz enzimi veya sitokromlara yada her ikisine de sahip olan; Fam. Micrococcacae (Staphylococcus, Micrococcus, Planococcus), Fam. Deinococcacae , Genus Stomatococcus üyeleri 2.grup: Katalaz enzimi veya sitokromları bulunmayan veya sadece çok zayıf bir katalaz aktivitesi gösteren di÷er tüm genuslar. Sadece birkaç tür (Streptococcus faecalis, Streptococcus lactis, Gamella haemolysans) aerobik sitokromlar sentezlenebilir. olarak “hemin” varlı÷ında büyütülürse 75 Çizelge 3.3 : Katalaz reaksiyonu ve sitokromların varlı÷ına göre fakültatif anaerobik generanın ayrımı KATALAZ REAKSøYONU Staphylococcus Stomatococcus Streptococcus Leuconostoc Pediococcus Aerococcus Gamella + +(zayıf) - - - - - SøTOKROM VARLIöI Staphylococcus Stomatococcus Streptococcus Leuconostoc Pediococcus Aerococcus Gamella + + - - - - - Muhtemel Staphylococcus izolatları, gram boyama ve katalaz testine göre familya olarak ayırt edildikten sonra Çizelge 3.2’de gösterilen genus düzeyinde ayırt edici testler yapılmıútır (Sneath et al., 1986). Çizelge 3.4 : Gram pozitif kokları genus düzeyinde ayırt edici özellikler Karakteristikler Micrococcus Stomatococcus Planococcus Staphylococcus Tetratlar + - - - Kapsül - + - - (M.agilis +) - + - + - - - - + - + - ND - Hareketlilik testi Furazolidon Agar (FTO)’da büyüme testi Glukozun anaerobik fermentasyonu Oksidaz testi (M.kristinae+) + (S.sciuri ve S. caseolyticus +) 76 3.2.3.1 Gram Boyama Reaksiyonu Mikroorganizmaların mikroskobik olarak daha iyi gözlenebilmesi ve özellikle de izolatların gram özelliklerinin tespitinde kullanılmıútır. Mikroorganizmalar gram boyama yöntemine göre boyandıktan sonra, gram reaksiyonları, morfolojileri ve boyutları mikroskop altında, 100x16’lık büyütmede incelenmiútir (Gerhardt et al, 1994) 3.2.3.2 Katalaz Testi Bu test mikroorganizmalarca sentezlenen “katalaz (hidrojen peroksit oksido redüktaz)” enzimini saptamak amacıyla yapılmıútır. Enzim hidrojen peroksidi ( H2O2) su (H2O) ve oksijene (O2) ayrıútırır. Mikroorganizmaların taze yatık nutrient agar kültürleri üzerine hidrojen peroksit solüsyonu dökülerek hava kabarcıklarının oluúup oluúmadı÷ı kontrol edilmiútir (Akçelik,2000). Staphylococcus türleri katalaz (+) sonuç verirken, Enterococcus türleri katalaz (-) sonuç vermiútir (Gerhardt et al, 1994). 3.2.3.3 Furazolidon Agar (FTO)’da Büyüme Staphylococcus türlerini, Micrococcus türlerinden ayırt etmek için yapılmıú bir testtir. FTO ortamının içeri÷indeki “Furazolidon” isimli antibiyoti÷e Micrococcus türleri direnç gösterirken, Staphylococcus türleri, bu ortamda büyüyememektedir. Bölüm 3.1.2’de belirtildi÷i úekilde petrilere hazırlanan ortama, muhtemel stafilokok izolatlarının taze kültürlerinden çizgi ekim yapılmıú ve 37˚C’de 24 saat inkübe edilmiútir (Sneath et al., 1986). 77 Yapılan bu testte, Micrococcus luteus ATCC 9341 suúu pozitif kontrol olarak, Staphylococcus epidermidis ATCC 12228 suúu ise negatif kontrol olarak kullanılmıútır. Sonuçlar kaydedilirken, FTO’da büyüyen suúlar çalıúmadan çıkarılmıú, büyümesi baskılanan izolatların tanılanmasına devam edilmiútir. 3.2.3.4 Glukoz Fermentasyon Testi (O/F Testi) Bu test, mikroorganizmaların glukozu ayrıútırırken metabolik yol olarak oksidatif yolu mu yoksa fermentatif yolu mu izledi÷ini tespit etmek amacıyla kullanılmaktadır. Özellikle identifikasyonda oldukça önemli olan bu test, fermentatif olan Staphylococcus türlerini, oksidatif yolu kullanan Micrococcus üyelerinden ayırt etmek için kullanılmıútır (Sneath et al., 1986). Bölüm 3.1.2 ’de anlatıldı÷ı úekilde tüplere hazırlanıp steril edilen oksidasyon-fermentasyon ortamına taze katı kültürden, iki seri halinde, i÷ne öze ile ekim yapılmıútır. ønokülasyondan sonra birinci serinin üzeri 1 cm kalınlı÷ında steril mineral ya÷ ile kapatılırken, di÷er seri açık bırakılmıútır. Kontrol olarak 1 açık 1 de mineral ya÷la kapalı tüp inokulasyonsuz bırakılmıútır. Fermentatif mikroorganizma olarak E. coli ATCC 29998 ve S. aureus ATCC 6538 P kullanılırken, oksidasyonun gözlenebilmesi için de P. aeruginosa ATCC 27853 suúu kullanılmıútır. Ekim yapılan tüpler 37 ˚ C’ de 7 gün süresince inkübasyona bırakılmıútır. 24 saatte bir kontrolleri yapılan tüplerde, öncelikle ekim hattı boyunca üremenin olup olmadı÷ı ve her iki tüpteki renk de÷iúimlerine bakılmıútır (Gerhardt et al, 1994). Sonuçlar de÷erlendirilirken; 78 • Her iki tüpte de sarı renk gözlenmesi } Fermentasyon oldu÷unu, • Açık tüpte sarı renk, kapalı tüpte yeúil renk gözlenmesi } Oksidasyon oldu÷unu, • Her iki tüpte de üreme olmasına karúın, renk de÷iúiminin olmaması (ikisi de yeúil) } Glukozun mikroorganizma tarafından kullanılmadı÷ını göstermiútir. Bu testte amaç, Staphylococcus izolatlarını, Micrococcus izolatlarından ayırt etmek oldu÷u için, sadece fermentatif yolla glukozu kullanan mikroorganizmalar seçilerek identifikasyona devam edilmiútir. 3.2.3.5 Hareketlilik Testi Hareketlilik testi, mikroorganizmaların identifikasyonunda kullanılan bir testtir. Hareket muayenesi yapılacak mikroorganizmanın taze ve saf sıvı kültürü hazırlanır. Bu kültüre daldırılan steril i÷ne, 10 cc. yüksekli÷indeki berrak yarı katı ortama (% 0.4-0.5 agarlı) dibe kadar daldırılır ve çıkarılır. Bundan sonra, besi yeri 48 saat 37 °C 'de inkubasyona konur ve sonuç gözle de÷erlendirilir. E÷er, besi yerinin yüzeyinde ve inokulasyon hattı boyunca üreme var, sa÷a veya sola do÷ru bir dallanma ve yayılma yoksa, mikroorganizma hareketsizdir. E÷er, inokulasyon hattından etrafa agarın içine do÷ru bir yayılma ve dallanma gözlenirse mikroorganizma hareketli kabul edilir. Bu çalıúmada bölüm 3.2.3.4’de anlatıldı÷ı úekilde, yapılan O/F testinde kullanılan ortam, yarı-katı bir ortam oldu÷u için mikroorganizmaların hareket muayenesinde de kullanılmıútır (Gerhardt et al, 1994). ø÷ne öze ile ekim yapılan O/F tüplerindeki üreme çizgisi, 24 saat inkübasyondan sonra, hareketlilik açısından incelenmiú ve sonuçlar kaydedilmiútir. 79 3.2.3.6 Mannitol Salt Agar’da Büyüme Stafilokok türleri % 7.5 NaCl konsantrasyonuna dirençli oldu÷u için Mannitol Salt Agar “Staphylococcus ssp.” için seçici bir ortam özelli÷indedir. øçeri÷indeki mannitolün organizmalar tarafından fermente edilip edilmedi÷i, oluúan son ürünlerin ortam pH’ına etkisiyle meydana gelen renk de÷iúimlerine göre saptanmaktadır. Hazırlanan “Mannitol Salt Agar”a 24 saatlik taze katı kültürler kullanılarak çizgi ekim yapılmıútır. 24 saat 37˚C’de inkübe edildikten sonra büyüme ve renk de÷iúimlerine bakılmıútır. Mannitolün fermentasyonu ve % 7.5 NaCl’de büyüme’de pozitif kontrol olarak S. aureus ATCC 6538 P suúu kullanılmıútır. Sonuçlar de÷erlendirilirken; 24 saat inkübasyondan sonra büyüme gerçekleúmiú ise; % 7.5 NaCl konsantrasyonunda büyüme (+) sonuç olarak, büyüme yok ise (-) sonuç olarak not edilmiútir. Mannitolün aerobik fermentasyonunda : Koloninin etrafında sarı renk oluúumu (+) sonuç olarak, pembekırmızı renk oluúumu ise (-) sonuç olarak kaydedilmiútir (Gerhardt et al, 1994). 3.2.3.7 Koagulaz Testi Bu test, özellikle stafilokoklarda bulunan ve kan plazmasını pıhtılaútıran “koagulaz” enzimini ortaya koymak için yapılmaktadır. Patojenik olan S. aureus koagulaz testinde (+) sonuç verirken, S. intermedius ve S. hyicus hariç di÷er tüm stafilokoklar koagulaz (-) sonuç vermektedir. Fakat koagulazın patojenite ile iliúkisi tam olarak aydınlatılamamıútır (Sneath et al., 1986). 80 Pıhtılaúmanın normal mekanizması kısaca ùekil 3.3’ de gösterildi÷i gibidir. protrombin Ca++ Ļ ĺ trombokinaz (tromboplastin) trombin Ļ fibrinojen ĺ fibrin (pıhtı-trombus) ùekil 3.3 Pıhtılaúma mekanizması Staphylococcus aureus türleri iki formda koagulaz üretir; birinci formdaki koagulaz, S. aureus’un hücre duvarında bulunur. Buna “ba÷lı koagulaz” (veya clumping factor) adı verilir. “Lam testi” ile tespit edilir. Çünkü broth kültür filtratlarında bulunmaz. Ba÷lı koagulazın aksine, ekstrasellüler koagulaz, koagulaz reakting faktör (CRF) ile reaksiyon verir. Koagulaz-CRF kompleksi ortaya çıkar. Bu kompleks trombin úeklinde etki gösteren bir faktör oluúmasını sa÷lar (Stafilotrombin). Stafilotrombin fibrinojenden insolubl fibrin pıhtısı meydana gelmesini katalize eder. Koagulaz, Staphylococcus aureus için bir virülans markırı olarak kullanılır. Koagulaz, stafilokok abselerinin etrafını saran bir fibrin tabakası oluúturur. Böylece infeksiyon lokalize olarak kalır ve stafilokoklar fagosite edilemez. Serbest koagulaz varlı÷ı, Gerhardt et al. (1994)’e göre saptanmıútır: Steril tüplerde 0,1 ml steril fizyolojik tuzlu su ve 0,4 ml insan plazması süspanse edilmiútir. Nutrient Broth’da hazırlanmıú saf ve 24 saatlik taze kültürlerin 0,5 ml’si bu plazma+FTS karıúımı ile karıútırılarak 37˚C’de inkübasyona bırakılmıútır. Pozitif kontrol suú olarak S. aureus ATCC 6538 P, negatif kontrol olarak da S. epidermidis ATCC 12228 suúu ve bir tane de mikroorganizmanın 81 inokule edilmedi÷i, plazmanın aktivitesini ölçmek amacıyla sadece FTS+Plazma karıúımı bulunan bir tüp kullanılmıútır. Yarım saat arayla ilk altı saate kadar pıhtılaúmanın kontrolü yapılmıútır. Pıhtılaúma gerçekleúen tüplerdeki izolatlar koagulaz (+) olarak kaydedilirken, ilk altı saatte pıhtılaúmayan tüpler zayıf reaksiyon olabilece÷i sebebiyle 24 saate kadar oda sıcaklı÷ında (~20˚C) bekletilmiú ve 24 saat sonunda tekrar kontrol edildi÷inde hala pıhtılaúma gerçekleúmemiú tüplerdeki izolatlar koagulaz (-) olarak not edilmiútir . 3.2.3.8 Kümelenme Faktörü (Ba÷lı koagulaz) Testi Ba÷lı Koagulaz varlı÷ını tespit etmek için, temiz lam üzerine yayılan birkaç damla FTS’de , taze kültürden alınan bir veya birkaç koloni, öze yardımıyla süspanse edilmiú ve bir öze dolusu tavúan plazması ilave edilerek fibrin presipitatlarının oluúumu takip edilmiútir. ølk 10 sn içinde fibrin presipitatlarının oluúumu ba÷lı koagulaz (kümelenme faktörü) pozitif olarak not edilmiú, ancak 20 sn ve daha geç oluúan reaksiyonlar ve negatif sonuçlar tüp testiyle tekrar incelenmiútir (Gerhardt et al. ,1994). 3.2.3.9 Hemoliz Testi Hemoliz testi, bazı bakterilerin sahip oldu÷u ve kandaki hemoglobini parçalayan çeúitli tipteki hemolizin enzimlerinin varlı÷ını tespit etmeye parçalayarak yarar. Bazı bakteriler hemoglobini tamamen kanda tam hemoliz yaparken (ȕ hemoliz), bazıları koloninin etrafında hatları tam belirgin olmayan, bulanık, yeúilimsi bir zon oluúturur (Į hemoliz). Bazıları ise hemolizin enzimine sahip olmayıp kanlı besiyerinde herhangi bir zon oluúturmazlar (Ȗ hemoliz). 82 Bakterilerin bu yetene÷ini belirlemek için “Blood agar” veya “Columbia blood agar” kullanılabilir. Bu çalıúmada, hemoliz testi için, Bölüm 3.1.2’ de içeri÷i yazılan hazır “Blood agar base” ortamına % 5 oranında kan ilave edilerek hazırlanmıú “kan agar” ortamı kullanılmıútır. Petrilerde hazırlanan kan agar üzerine, kolonilerin taze yatık kültürlerinden alınan organizmalarla, öze yardımıyla spot ekimler yapılmıú ve 37˚C’de 24 saat inkübasyondan sonra koloni çevresinde oluúan hemoliz zonları incelenmiútir (Gerhardt et al., 1994) . ȕ hemoliz yapanlar “hemoliz pozitif” olarak not edilirken, Į hemoliz yapanlar veya çok dar beta zonuna sahip olanlar “hemoliz zayıf (w)” olarak de÷erlendirilmiútir. Koloni etrafında hiçbir zonu bulunmayanlar, “nonhemolitik” yani “hemoliz negatif” olarak kaydedilmiútir (Sneath et al., 1986). 3.2.3.10 Nitrat Redüksiyon Testi Organizmalar nitratları (NO3) redükte ederek nitritlere (NO2) ve hatta daha ileri basamaklara, ayrıútırabilmektedir. Denitrifikasyon NH3 ve N2 denilen bu gazına olay kadar genellikle anaerobik úartlarda ve redüktaz enzimlerinin katalitik etkisiyle sürdürülmektedir. Nitratların mikroorganizmaların ayrıúması karakterine göre sonucu oluúan de÷iúebildi÷i için ürünler nitrat redüksiyon testi identifikasyonda oldukça yardımcı bir testtir. Nitrat ortamı, Bölüm 3.1.2’de belirtildi÷i gibi hazırlanıp gaz oluúumunu da gözlemek için içerisine durhaim tüpleri konarak steril edilmiútir. Taze yatık kültürden alınan kolonilerle inokülasyon yapıldıktan sonra 37 ˚C’de inkübasyona bırakılmıútır. Pozitif kontrol mikroorganizma olarak S. aureus ATCC 6538 P suúu kullanılmıútır. 83 24 saat sonraki ilk kontrolde öncelikle durhaim tüplerinde gaz oluúumuna bakılmıú; gaz oluúmuú tüplerdeki organizmalarda direkt nitrat redüksiyonu (+) kabul edilmiú ve kaydedilmiútir. Gaz oluúumu gözlenmeyen tüplerdeki kontrol yapılırken ; tüplerden alınan 1 ml’ lik kültür örne÷i üzerine 3 damla sülfanilik asit ve 2 damla Į-naftol damlatılıp renk de÷iúimi gözlenmiútir. Sonuçta, kırmızı renk oluúumu (+) sonuç olarak kaydedilmiú, renk de÷iúimi olmayan tüplerdeki organizmalarla 5 gün süre ile inkübasyona devam edilmiú ve kontrolleri 24 saatte bir aynı úekilde yapılmıútır. 5. günün sonunda hala negatif sonuç veren organizmaların nitrat redüksiyonu (-) olarak kaydedilmiútir (Gerhardt et al., 1994). 3.2.3.11 Alkalen Fosfataz Testi Test, mikroorganizmalarda alkalen fosfataz enziminin varlı÷ını tespit etmek amacıyla yapılmıútır. % 0.85’lik FTS 0.3’er ml olacak úekilde küçük tüplere paylaútırılmıú ve otoklavda 121 ˚ C’ de 15 dk steril edilmiútir. FTS içerisinde organizmaların taze katı kültürleriyle oldukça yo÷un hücre süspansiyonları hazırlanmıútır. Bölüm 3.1.3 ‘de anlatıldı÷ı úekilde hazırlanan 0.01 M glisin buffer içerisinde 0.01 M disodium pnitrophenyl phosphate çözülerek filtre ile steril edilmiú ve hazırlanan bu substrat, aseptik koúullarda, her tüpe 0,3 ml olacak úekilde paylaútırılmıútır. Kontrol olarak bir tüp inokülesiz bırakılmıú, pozitif kontrol mikroorganizma olarak S. aureus ATCC 6538 P suúu, negatif kontrol olarak da M. luteus ATCC 9341 suúu kullanılmıútır. Tüpler 37˚ C’de inkübasyona bırakılmıú ve 6 saat sonra test sonuçları alınmıútır. Tüplerdeki renksiz süspansiyonun sarı renge dönüúümü pozitif sonuç, 84 renk de÷iúikli÷inin olmaması ise negatif sonuç olarak kaydedilmiútir (Gerhardt et al., 1994). 3.2.3.12 Anaerobik Büyüme Testi Mikroorganizmaların anaerobik ortamda büyüme yeteneklerini ölçmek için yapılmıú bir testtir. Derin bir úekilde tüplere hazırlanmıú “Thioglycollate Broth” ‘a mikroorganizmaların taze kültürlerinden inokülasyon yapılmıú ve 24 saat 37˚ C’de inkübasyona bırakılmıútır. Kontrol olarak inokülesiz bir tüp ve pozitif kontrol mikroorganizma olarak da S. aureus ve S. epidermidis kullanılmıútır. Sonuçlar alınırken, büyümenin gerçekleúti÷i ve bulanık görüntüye sahip tüplerdeki organizmalar için anaerobik büyüme pozitif kabul edilirken, zayıf büyüyen veya büyüme olmayan tüpler de not edilmiútir (Gerhardt et al., 1994). 3.2.3.13 Arginin Dihidrolaz Testi Mikroorganizmaların karbon kayna÷ı olarak arginini kullanıp kullanmadıklarını belirlemek amacıyla yapılmıútır. Besiyeri 10’da belirtildi÷i úekilde “Thornley ortamı” hazırlanmıú ve küçük tüplere 3-4 ml olacak úekilde paylaútırılmıútır. Aynı úekilde bir seri de arginin ilave etmeksizin hazırlanmıú ve tüplerde hazırlanan ortam otoklavda uzaklaúması so÷utulmuútur. için steril su edildikten banyosunda Sarı-turuncu sonra içerisindeki tutularak rengindeki bu hızlı yarı havanın bir úekilde katı ortama inokülasyon yapılırken; bir argininli bir de argininsiz tüpe olmak üzere i÷ne öze ile ikiúerli ekim yapılmıútır ve ekim yapılan tüplerin üzeri 1cm kalınlı÷ında steril mineral ya÷ ile kapatılmıútır. 37˚ C’de 7 gün süre ile inkübasyona bırakılmıútır. ønkübasyon süresince yapılan kontrollerde 85 besiyeri renginin pembe-kırmızı renge dönüúmesi pozitif sonuç, rengin aynı kalması veya sarıya dönüúmesi negatif sonuç olarak not edilmiútir. P. aeruginosa ATCC 27853 suúu pozitif kontrol, E. coli ATCC 29998 suúu negatif kontrol olarak kullanılmıútır. Bazı mikroorganizmalar tam pozitif sonuç verirken, bazıları zayıf pozitif sonuçlar vermiútir. Argininsiz olarak hazırlanan ikinci seri, organizmaların, ortamdaki di÷er karbon kaynaklarını kullanarak rengi de÷iútirmesi gibi yanlıú pozitif sonuçların takip edilebilmesi için hazırlanmıútır (Gerhardt et al, 1994). 3.2.3.14 DNase Testi DNase Testi, DNA’nın hidrolize edilmesini katalizleyen bir exoenzim olan “Deoksiribonükleaz (DNase)” ın organizmada bulunup bulunmadı÷ını tespit etmek amacıyla yapılmaktadır. Özel bir ortam olan DNase agar’ın kullanıldı÷ı test, özellikle patojenik S. aureus’un identifikasyonunda kullanılan önemli bir testtir. DNase agar hazırlanıp steril edildikten sonra steril petrilere dökülmüútür. Organizmaların taze katı kültürleri ile spot ekimler yapıldıktan sonra 37 ˚ C’ de 24 saat inkübe edilmiútir. S. aureus ATCC 6538 P pozitif kontrol, S. epidermidis ATCC 12228 suúu da negatif kontrol mikroorganizma olarak kullanılmıútır. ønkübasyondan sonra, organizmaların ortamdaki DNA’yı hidrolize edip etmedi÷ini kontrol etmek için, kolonilerin üzerine, tüm petriye yayılacak úekilde 1 molar HCl solüsyonu dökülmüútür. DNA’nın bulundu÷u noktalarda DNA ile presipitat oluúturarak bulanıklı÷a neden olan HCl, DNA’nın hidrolize edildi÷i yerlerde berrak bir görüntüye neden olmuútur. Koloninin etrafında berrak zon 86 oluúması DNase (+) olarak not edilirken, daha dar zonlar zayıf DNase aktivitesi olarak, hiçbir zonun bulunmaması da DNase (-) olarak kaydedilmiútir (Gerhardt et al, 1994). 3.2.3.15 Üreaz Testi Bu test, üreyi hidrolize eden üreaz enzimini saptamak amacıyla yapılır. ùekil 3.4 ‘de görüldü÷ü gibi, 1 molekül ürenin hidrolizasyonu sonunda, 2 molekül amonyak ve karbondioksit meydana gelir. Amonya÷ın meydana gelmesi ortamın pH’ ını yükseltir. Dolayısıyla ortamda indikatör bulundu÷unda pH’ ın yükselmesinden dolayı ortam rengi de÷iúim gösterecektir. ùekil 3.4: Ürenin hidroliz reaksiyonu Üreaz testi “Christensen metodu”na göre yapılmıútır ve kullanılan ortam üre agardır. Petrilere hazırlanmıú üre agar ortamına, organizmaların taze katı kültürlerinden çizgi ekim yapılıp 37˚C’de 1-7 gün inkübe edilmiútir (Gerhardt et al, 1994). Pozitif kontrol mikroorganizma olarak S. aureus ATCC 6538 P kullanılırken, negatif kontrol olarak E. coli ATCC 29998 suúu kullanılmıútır. Her 24 saatte bir yapılan kontrollerde ortam renginin açık sarıdan pembe-kırmızıya dönmesi üreaz (+) olarak ayırt edilirken, 5 gün süresince renk de÷iúikli÷i olmamıú organizmalar için üreaz (-) olarak not edilmiútir. 87 Ortam rengini geç ve az miktarda pembeye dönüútüren üreaz aktivitesi zayıf (w) olarak de÷erlendirilmiútir (Sneath et al., 1986). 3.2.3.16 Oksidaz Testi Bu test, mikroorganizmalar tarafından sentezlenen ve intrasellüler olan oksidaz enziminin (sitokrom C oksidase) varlı÷ını ortaya koymada ve bazı genusların birbirinden ayrımında kullanılmaktadır. Anaerobik mikroorganizmalarda, sitokrom oksidaz sistemi yoktur. Bu test yapılırken, organizmaların 24 saatlik taze katı kültürleri üzerine %5’lik “tetra metil para fenilen diamin dihidroklorür” çözeltisinden damlatıldı÷ında 1-2 dk içinde oluúan renk de÷iúimine bakılmıútır. Kırmızı-mavi renk oluúumu oksidazın varlı÷ını gösterir iken, renk de÷iúikli÷inin olmaması negatif sonuç olarak de÷erlendirilmiútir (Gerhardt et al, 1994) . 3.2.3.17 Karbonhidrat Fermentasyon Testleri Bu testler, organizmaların spesifik karbonhidratları ayrıútırma yeteneklerini belirlemek için yapılmıútır. Mikroorganizmaların bu yetene÷i, sahip oldukları hidrolaz enzimleri sayesindedir ve türler arasında faklılıklar oldu÷u gibi aynı tür içerisinde dahi farklı fermentasyon yetene÷ine sahip varyant suúlar mevcuttur. Karbonhidratların (monosakkarid, polisakkarid ve alkoller) aerobik ve anaerobik fermentasyonu söz konusudur ve sonuçta çok farklı son ürünler ve enerji açı÷a çıkmaktadır. Açı÷a çıkan son ürünler, organik asitler (asetik asit, laktik asit vs.), nötral ürünler (etil alkol, aseton vs) veya gazlar (hidrojen, oksijen, metan vs) olabilmektedir. Bu 88 maddeler çeúitli testler yardımıyla ortaya konabilmektedir ve mikroorganizmaların identifikasyonunda kullanılmaktadır. Stafilokok fermentasyon ve testleri enterokok izolatlarının yapılan karbonhidratlar identifikasyonunda Çizelge 3.3’de gösterilmiútir. Çizelge 3.5: Fermentasyon testlerinde kullanılan karbonhidratlar Stafilokok øzolatlarının Enterokok øzolatlarının ødentifikasyonunda Fermentasyon ødentifikasyonunda Fermentasyon Testleri Yapılan Karbonhidratlar Testleri Yapılan Karbonhidratlar • • • • • • • • • • • • • • • D-Xylose L-Arabinose Raffinose Salicin Sucrose Maltose D-Mannitol D-Mannose D-Trehalose Į-Lactose D-Galactose ȕ-D-Fructose D-Melesitose D-Ribose Xylitol • • • • • • • • • • • • • • • D-Xylose L-Arabinose Arbutin D-Melesitose Melibiose D-Sorbitol L-Sorbose D-Mannitol Raffinose Sucrose D-Ribose Adonitol D-Mannose D-Trehalose Xylitol Otoklavlanmıú “phenol red broth base” ortamına, filtre ile steril edilmiú karbonhidratlardan, sadece salicin % 0.5, di÷er karbonhidratların her biri %1 oranında ilave edilerek tüplere fermentasyon ortamı hazırlanmıútır. Çizelge 3.3’de belirtilen tüm karbonhidratlar için aynı iúlem tekrarlanmıútır. Kontrol mikroorganizma olarak S. aureus ATCC 6538 P suúu kullanılırken, ortam kontrolü için 89 de sadece test edilecek karbonhidrat ve fermentasyon ortamı bulunan inokulesiz bir tüp kullanılmıútır. Mikroorganizmaların taze kültürlerinden ortama inokulasyon yapıldıktan sonra 37˚C’de 24 - 48 saat inkübe edilmiútir. 24 saatte bir tüplerdeki renk de÷iúimleri kontrol edilmiú ve sarı renk oluúumu (+) sonuç, kırmızı renk oluúumu (-) sonuç ve daha zayıf sonuçlar da (w) olarak not edilmiútir (Gerhardt et al, 1994). 3.2.3.18 Beta Galaktosidaz Testi Bu test, 2-Nitrophenyl ȕ-D-galactopyranoside (ONPG)’in ayrıúmasını katalize eden “beta-galaktosidaz” enziminin varlı÷ının belirlenmesi amacıyla yapılmıútır. Laktozu geç parçalayan veya úüpheli reaksiyon veren mikroorganizmalara kesinlik kazandırmada bu test önemlidir. Böyle reaksiyon bakterilerin vermektedirler. Pozitif ço÷u ß-galaktosidase reaksiyon laktozun pozitif fermente oldu÷unu göstermektedir. Beta galaktosidaz, ortamda bulanan basit galoktozid'leri (laktoz dahil) ayrıútıran ve indüklenebilen intrasellüler bir enzimdir. Ǻeta-galaktosidaz Bakteri + ONPG -----------------------ĺ o – nitrofenol (renksiz) (hidrolizasyon) (sarı) ùekil 3.5: ONPG’nin beta-galaktosidaz enzimi yardımıyla hidrolizi ùekil 3.5’de görüldü÷ü gibi, besiyerinde galaktosidase pozitif bir bakteri bulundu÷unda, renksiz olan ONPG hidrolize edilerek, sarı kromojenik bir madde olan O-nitrofenol (ONP) serbest kalır. Pozitif reaksiyon da bu maddenin tespiti üzerine dayanır. Serbest kalan onitrofenol, alkali bir solusyonda bulunursa, tautometrik de÷iúmelere 90 maruz kalarak sarı renk meydana getirir. Bu sonuç ß-galaktosidaz enziminin varlı÷ını, dolayısıyla da laktozun fermente oldu÷unu gösterir. Bu çalıúmada, ß-galaktosidaz varlı÷ını tespit etmek amacıyla, ONPG emdirilmiú steril hazır diskler kullanılmıútır. % 0.85’lik fizyolojik tuzlu su hazırlanmıú ve test edilecek mikroorganizmalar ve kontrol organizmalar için, her tüpe 0,1 ml olacak úekilde tüplere paylaútırılmıútır. FTS içeren bu tüpler otoklavda steril edildikten sonra, aseptik úartlarda, her tüpe 1 ONPG diski yerleútirilmiútir. Mikroorganizmaların taze yatık kültürlerinden öze yardımıyla yapılan inokulasyondan sonra, 35˚C’de inkübe edilmiútir. 6 saate kadar her saatte bir yapılan kontrollerde tüpte oluúan sarı renk pozitif sonuç, rengin de÷iúmemesi de negatif sonuç olarak kaydedilmiúltir. Geç reaksiyonlar olabilece÷inden dolayı negatif tüplerin inkübasyonu 24 saate tamamlanmıú ve son sonuçlar alınmıútır. Pozitif kontrol mikroorganizma olarak E. coli ATCC 29998 suúu, ortam kontrolü için de inokulasyonsuz bir tüp kullanılmıútır (Gerhardt et al, 1994). 3.2.3.19 P Agar’da Koloni Çapının Ölçülmesi Koloni çapı, Kloos and Schleifer’ın yöntemine göre ölçülmüútür. Koloni çapı, stafilokok türleri arasında farklılık gösterdi÷i için identifikasyonda bu özellikten yararlanılmıútır. Hazırlanan P Agar petrilerine, organizmaların çizgi ekimi yapılarak tek koloni düúürülmüú ve petriler 3 gün süre ile 37˚C’de inkübasyondan sonra 2 gün de oda sıcaklı÷ında (20˚C) bekletilmiútir. Daha sonra cetvel yardımıyla koloni çapları ölçülmüútür. Koloni çapları, “5mm’den büyük” veya “5 mm’den küçük” olarak sınıflandırılmıú ve sonuçlar Çizelge 4.5’e kaydedilmiútir (Sneath et al, 1986). 91 3.2.3.20 % 10 ve % 15 NaCl Agar’da büyüme testleri Taze yatık kültürlerden alınan organizmalar, besiyeri 18’de belirtildi÷i úekilde hazırlanmıú % 10 ve % 15 oranında NaCl içeren ortamlara ve aynı úekilde bir seri de standart nutrient agar ortamına ekim yapılmıútır. Mikroorganizmaların büyüme kontrolleri, 37 ˚C’ de 24 saat inkübasyondan sonra, standart nutrient agardaki büyüme miktarlarıyla kıyaslanarak yapılmıútır. Sonuçlar kaydedilmiútir (Gerhardt et al, 1994). 3.2.3.21 15 ˚C ve 45 ˚C’de büyüme testleri Nutrient agar ortamına ekilen taze kültürlerden 1 seri mikroorganizma 15˚C’de, bir seri mikroorganizma 45˚C’de, bir seri de kontrol grubu olarak ideal büyüme sıcaklı÷ı olan 37˚C’de inkübe edilmiútir. 24 saat sonra, 15˚C ve 45˚C’deki büyümeler, 37˚C’deki büyüme oranlarıyla karúılaútırılarak kaydedilmiútir (Gerhardt et al, 1994). 3.2.3.22 pH 9,6’da büyüme testi Enterokoklar için ayırt edici bir testtir. Standart nutrient broth ortamının PH’ı 9,6’ya ayarlandıktan sonra taze kültürden alınan mikroorganizmalar inokule edilmiú ve 24 saat inkübe edilmiútir. ønkübasyondan sonra bulanıklık görülen tüplerde büyüme (+) olarak not edilmiútir (Gerhardt et al, 1994). 3.2.3.23 % 6,5 NaCl konsantrasyonunda büyüme Enterokoklar için ayırt edici testlerden biridir ve identifikasyonda önemlidir. % 6.5 oranında NaCl içeren nutrient broth ortamına ve aynı úekilde NaCl içermeyen nutrient broth ortamına da inokule edilen mikroorganizmaların, 24 saatlik inkübasyondan sonra büyümeleri 92 kontrol edilmiútir. Nutrient brothdaki kadar bulanıklık gözlenen NaCl’lü nutrient broth içeren tüplerdeki suúlar için sonuç pozitif olarak kaydedilmiú ve bu türlerle identifikasyona devam edilmiútir. Kontrol mikroorganizma olarak E. faecalis ATCC 29212 suúu kullanılmıútır (Gerhardt et al, 1994). 3.2.3.24 Sarı pigment oluúumu Enterokok izolatlarının identifikasyonunda yararlanılmıú bir testtir. Brain Heart ønfusion Agar üzerine ekimi yapılan taze kültürler, 24 saat 37ƕC’de inkübe edilmiútir. ønkübasyon sonrası kolonilerin renk kontrolü yapılmıú ve kuvvetli bir sarı renge sahip koloniler pozitif olarak kaydedilmiútir (Manero ve Blanch, 1999). 3.2.3.25 Potasyum tellüritin indirgenmesi Enterokok izolatlarının identifikasyonu için yapılmıú bir testtir. Standart nutrient agar büyüme ortamına % 0.04 oranında ‘Potasyum tellürit’ solüsyonundan ilave edilmiú ve steril edilmiútir. Petrilere dökülen ortama taze mikroorganizma kültürleriyle spot ekimler yapılmıú ve 24 saat inkübasyondan sonra, tellüritin indirgenmesinden dolayı siyahlaúan koloniler pozitif olarak kaydedilmiútir. Pozitif kontrol olarak E. feacalis ATCC 29212 suúu kullanılmıútır (Carvalho et al., 2004). 3.2.4 ødentifikasyon için hazır panellerin uygulanması Çalıúmada yapılan tüm biyokimyasal ve morfolojik testlerden sonra, konvansiyonel testlerle tür düzeyinde tanımlanamayan bazı izolatların tanımlanması ve konvansiyonel testlerle tanımlanan 93 suúların da do÷rulanması amacıyla hazır Api identifikasyon panellerinden yararlanılmıútır. Stafilokok izolatlarının identifikasyonu için Api Staph identifikasyonu (Biomerieux, için de Api France), 20 Enterokok Strep suúlarının (Biomerieux, France) saatlik kültürler kullanılmıútır. API identifikasyon panelleri, 18 taze kullanılarak, üretici firmanın prosedürüne göre uygulanmıú ve sonuçlar 24 saat inkübasyondan sonra alınmıútır. Elde edilen sonuçlar, üretici firmanın hazırladı÷ı veri tabanlarına girilmiú ve bu özel bilgisayar tanımlama programında girilen sayısal veriye karúılık gelen strain, tür adı, identifikasyon derecesi (ID) ve tipe uygunlu÷u (T) ile birlikte kaydedilerek (Bkz. Çizelge 4.7, 4.8) mikroorganizmaların identifikasyonu tamamlanmıútır. 3.2.5 Antibiyotik duyarlılık testleri (NCCLS, 2003) Bugüne de÷in, antistafilokokal, penisilinaza dayanıklı penisilinlere direnç, metisilin direnci olarak ifade edilmiútir, bu nedenle MRSA (metisiline dirençli stafilokok) kısaltmaları artık testlerde veya tedavide seçilen ilaç olmamasına karúın, hala kullanılmaktadır. Penisiline duyarlı stafilokoklar, aynı zamanda FDA tarafından stafilokok infeksiyonlarında kullanılması onaylanmıú di÷er penisilinlere, sefemlere ve karbapenemlere de duyarlıdır. Penisiline dirençli, oksasiline duyarlı suúlar penisilinaza dayanıksız penisilinlere dirençli fakat di÷er penisilinaza dayanıklı penisilinlere, B-laktam-Blaktamaz inhibitör kombinasyonlarına, sefemlere ve karbenepemlere duyarlıdırlar. Oksasiline dirençli stafilokoklar úu anda piyasada bulunan tüm B- laktam antibiyotiklere dirençlidir. Bu nedenle sadece 94 penisilin ve oksasilin test edilerek, çok çeúitli beta laktam antibiyoti÷e karúı duyarlılık veya dirençlilik belirlenebilir. Di÷er penisilinlerin, Blaktamaz inhibitör kombinasyonlarının, sefemlerin ve karbenepemlerin rutin olarak test edilmesi önerilmez ( NCCLS, 2003). Enterococcus spp için sefalosporinler, aminoglikozidler (yüksek düzey direnç taraması hariç), klindamisin ve trimetoprim/sülfametoksazol in vitro olarak aktif görünebilir, ancak klinik olarak etkili de÷ildirler ve izolatlar duyarlı olarak bildirilmelidir. Enterokoklarda vankomisin direnci test edilirken plaklar tam 24 saat inkübe edilmeli ve ıúık önünde incelenmelidir; inhibisyon zonu içindeki her çeúit üreme ve ince yayılmanın varlı÷ı direnç göstergesidir. Orta derecede duyarlı zon çapı veren mikroorganizmalar MøK yöntemi ile test edilmelidir. temsilcisidir. Ampisilin enterokokların piperasilin Ampisilin; ve ampisilin sonuçları, amoksisilin /klavulonik piperasilin/tazobaktama ve amoksisilinin Beta-laktamaz asit, sınıf üretmeyen ampisilin/sulbaktam, duyarlılı÷ını belirlemede kullanılabilir (NCCLS, 2003). Bu çalıúmada tanımlanan bakterilerin antibiyotik duyarlılık testleri, “National Committee for Clinical Laboratory Standarts (NCCLS)” önerilerine göre disk difüzyon yöntemi ile yapılmıútır. Besiyeri olarak “Muller Hinton Agar” kullanılmıú ve bölüm 3.2.1’de belirtilen antibiyotikler test edilmiútir. Organizmaların 24 saatlik taze kültürlerinden, FTS’de 0.5 McFarland standardına eúde÷er koloni süspansiyonu hazırlanmıú ve aseptik koúullarda, besiyeri üzerine bu süspansiyondan 0.1 ml inokule edilerek tüm yüzeye yayılmıútır. Her organizma için ikiúer tane petri hazırlanmıú ve her birinde 6 tane 95 olmak üzere 12 adet farklı antibiyotik diski, besiyeri üzerine yerleútirilmiú ve 24 saat 35 ˚C’de inkübasyona bırakılmıútır. 24 saat inkübasyondan sonra, disklerin etrafında oluúan zon çapları ölçülerek kaydedilmiútir. Bu sonuçlar Çizelge 4.11 ve 4.12’de verilmiútir. Sonuçlar de÷erlendirilirken, enterokoklar için, NCCLS’da yer alan verilere göre hazırlanmıú Çizelge 3.6’da yer alan “Enterococcus spp. için zon çapı yorumlama standartları ve eúde÷er minimum inhibisyon konsantrasyonu (MøK) sınır de÷erleri” nden, stafilokoklar için ise Çizelge 3.7 ‘deki “Staphylococcus spp. için zon çapı yorumlama standartları ve eúde÷er minimum inhibisyon konsantrasyonu (MøK) sınır de÷erleri” nden yararlanılmıútır. Novobiyosin direncini tespit ederken, her birinde 5 µg novobiyosin bulunan disklerin çevresindeki inhibisyon zon çapı 16 mm olan strainler, novobiyosine direçli olarak kaydedilmiútir (Stepanovic et al.,2005). Çizelge 3.6 : Oluúan zon çaplarına göre, Enterococcus ssp.’nin antimikrobik ilaçlara duyarlılık durumu ve eúde÷er MøK sınır de÷erleri (NCCLS, 2003). Antimikrobik Disk ølaç øçeri÷i Ampisilin 10 ȝg Vankomisin 30 ȝg Gentamisin 120 ȝg Siprofloksasin 5 ȝg Kloramfenikol 30 ȝg Eúde÷er MøK Sınır De÷eri (µg/ml) Zon Çapı (Yaklaúık mm) R I S 16 - 17 16 8 15-16 17 32 4 14 6 15 12 R S 7-9 10 >500 500 16-20 21 4 1 13-17 18 32 8 96 Çizelge 3.7 : Oluúan zon çaplarına göre, Staphylococcus ssp.’nin antimikrobik ilaçlara duyarlılık durumu ve eúde÷er MøK sınır de÷erleri (NCCLS, 2003) Disk Antimikrobik Zon Çapı (Yaklaúık mm) øçeri÷i ølaç R I Eúde÷er MøK Sınır De÷eri (µg/ml) S R S Oksasilin (S. aureus) 1 ȝg 10 11-12 13 4 2 Oksasilin (KNS) 1 ȝg 17 - 18 0.5 0.25 Ampisilin 10 ȝg 28 - 29 ȕ-aktamaz 0.25 Amoksisilin Klavulanik asit 20/10 ȝg 19 - 20 8/4 4/2 Sefuroksim sodyum 30 ȝg 14 15-17 18 32 8 ømipenem 10 ȝg 13 14-15 16 16 4 Vankomisin 30 ȝg - - 15 Gentamisin 10 ȝg 12 13-14 15 8 4 Siprofloksasin 5 ȝg 15 16-20 21 4 1 Klindamisin 2 ȝg 14 15-20 21 4 0.5 Trimetoprim / Sülfametoksazol 1.25/ 23.75 ȝg 10 11-15 16 4/76 2/38 Kloramfenikol 30 ȝg 12 13-17 18 32 8 4 97 4. BULGULAR 4.1 Hava Örneklerindeki Toplam Canlı Sayıları Örneklemede kullanılan PCA petrilerine hava örnekleri alınıp 24 saat inkübe edildikten sonra, ùekil 4.1’de görüldü÷ü gibi büyüme gösteren koloniler sayılmıútır. Aspire edilen hava miktarı litre cinsinden oldu÷undan, 1 m3’ deki koloni oluúturan birim (cfu)’ i hesaplamak için Bölüm 3.1.1 ‘de belirtilen ‘hesaplama formulü’ kullanılmıú ve her noktadan alınan hava örne÷ine ait “1 m3’deki toplam canlı sayısı (cfu/m3)” na ulaúılmıútır. ùekil 4.1: 24 saat inkübasyondan sonra PCA’da sayılan kolonilerin görüntüleri østatistiksel olarak de÷erlendirmek için, 3 ay süresince elde edilen 99 noktaya ait toplam canlı sayıları, 1 ve 2 nolu hastane için ve 1. ve 2. sınıf ortamlar için ayrı bir úekilde sınıflandırılıp, standart sapmaları ile birlikte aritmetik ortalamaları hesaplanmıútır. 98 1 nolu ve 2 nolu hastanenin hasta odaları ve servis koridorları gibi 2. sınıf ortamlarından, 3 ay süresince alınan hava örneklerine ait toplam canlı sayılarının ortalama de÷erleri Çizelge 4.1’de belirtilmiútir. Yeni do÷an bakım odaları, DIN 1946/4 standardına göre 1. sınıf ortamlar dahilinde de÷erlendirilmesine ra÷men, 1 nolu hastanenin prematüre odası, ameliyathane bölümleri gibi özel havalandırma sistemine sahip olmadı÷ı için, ayrı de÷erlendirilmiú ve prematüre odasının atmosferine ait toplam canlı sayıları Çizelge 4.2’de gösterilmiútir. 1. sınıf ortamlar içinde yer alan, ameliyathane salonları, ameliyathane koridoru ve post-operatif odalarından alınan hava örneklerinin, dezenfeksiyondandan önce ve sonra tespit edilen toplam canlı sayılarının ortalama de÷erleri, 1 nolu hastane için Çizelge 4.3’de, 2 nolu hastane için ise Çizelge 4.4’de gösterilmiútir. Çizelge 4.1: 2. Sınıf ortamlardaki (Hasta odaları ve servis koridorları) hava örneklerinden elde edilen toplam canlı sayıları 1 nolu hastane Ort. cfu/ m 3 St. Min 2 nolu hastane 3 Sapma cfu/ m 223,33 145,28 40 410 323,33 203,43 180 126,66 77,37 N=6 Ort. Max 3 cfu/m 3 St. Min Max 3 sapma cfu/ m 516,66 377,07 130 1220 720 390 476,10 30 1320 40 230 703,33 377,71 290 1150 40 720 536,66 409,86 30 1320 cfu/ m N=6 cfu/ m 1. ay örn. 2. ay örn. 3. ay örn. 1., 2.,3. ay ort. 224,44 164,21 3 99 Çizelge 4.2: 1 Nolu Hastanenin Prematüre Odasının Ortalama Canlı Sayıları Ort. Prematüre cfu/ m St. 3 N=3 Odası Min Sapma cfu/ m Max 3 cfu/ m 1.,2.,3. ay ort. 38,33 Çizelge 4.3: 1,178 3 40 35 1 nolu hastanenin 1. sınıf ortamlarındaki havada dezenfeksiyondan önce ve sonra ölçülen toplam canlı sayıları Dezenfeksiyondan önce Ort. cfu/ m 3 St. Min Ort. Max 3 Sapma cfu/ m 13 7,58 5 25 7 7,58 0 16 24,59 12 14,85 N=5 Dezenfeksiyondan sonra 3 cfu/ m 3 St. Min Max 3 sapma cfu/ m 67 53,80 0 135 15 3 2,73 0 5 5 60 17 14,40 0 35 0 60 29 41,19 0 135 cfu/ m N=5 cfu/ m 1. ay örn. 2. ay örn. 3. ay örn. 1.,2.,3. ay ort. 3 100 Çizelge 4.4: 2 nolu hastanenin 1. sınıf ortamlarındaki havada dezenfeksiyondan önce ve sonra ölçülen toplam canlı sayıları Dezenfeksiyondan önce Ort. cfu/ m Min 3 24 15,16 10 45 23 29,70 0 20 19,03 22,33 20,60 örn. 2. ay örn. 3. ay örn. Ort. Max cfu/ m 1. ay ay ort. St. Sapma N=5 1.,2.,3. 3 Dezenfeksiyondan sonra 3 cfu/ m 3 St. Min Max 3 sapma cfu/ m 11 6,51 0 15 75 26 31,50 0 75 0 50 17 14,83 0 40 0 75 18 19,98 0 75 cfu/ m N=5 cfu/ m 3 4.2 øzolatların Elde Edilmesi Örneklemeler süresince hava örne÷i alınan BPA petrileri, 37˚C’de 24-48 saat inkübasyondan sonra incelenmiú, siyah, parlak, konveks, 1-1,5 mm çapında, etrafında dar beyaz bir kuúak (lipaz aktivitesi) ve bunu çevreleyen berrak beyaz zon oluúturan lesitinaz (+) koloniler muhtemel S. aureus olarak, sadece beyaz kuúakla çevrili aynı tipteki koloniler de atipik S. aureus kolonisi veya KNS olma ihtimaliyle seçilmiú, gram reaksiyonu pozitif olan ve kok morfolojisi stafilokoklara benzeyen suúlar di÷er morfolojik ve biyokimyasal testlerle tanılamak için çalıúmaya alınmıútır. BPA petrilerinde inkübasyondan sonra gözlenen stafilokok izolatlarının görüntüleri ùekil 4.2’de gösterilmiútir. 101 ùekil 4.2:48 saat inkübasyondan sonra BPA’daki kolonilerin görüntüleri CNA petrileri, hava örnekleri alındıktan sonra 37˚C’de 24-48 inkübe edilmiútir. S. aureus kanda beta hemoliz yaptı÷ı için, CNA agar petrilerinde, tam beta hemoliz yapmıú kolonilerden, gram pozitif kok morfolojisinde olan koloniler izole edilmiú ve çalıúmaya dahil edilmiútir. ønkübasyondan sonra, CNA petrilerinde gözlenen kolonilerin görüntüleri ùekil 4.3’de gösterilmiútir. ùekil 4.3: 24 saat inkübasyondan sonra CNA Agar’daki Kolonilerin görüntüleri 102 ùekil 4.4: 72 saat inkübasyondan sonra KEAA’daki kolonilerin görüntüleri Hava örneklerinin alındı÷ı ve 37˚C’de inkübasyona bırakılan KEAA petrileri 72 saat sonra incelenmiú ve besiyeri içeri÷indeki eskulini hidrolize ederek koloni etrafında zeytin yeúili-siyah bir zon oluúturan koloniler muhtemel enterokok izolatı olarak kesin identifikasyon için çalıúmaya alınmıútır. KEAA petrilerindeki kolonilerin görüntüleri ùekil 4.4’de gösterilmiútir. PAp petrileri, hava örnekleri alındıktan sonra 35˚C’de inkübasyona bırakılmıú ve 24, 48 , 72 saat ve 7 günün sonunda mavi-yeúil koloni oluúumu açısından incelenmiútir. Ancak PAp petrilerinde sadece kahverengi ve sarı koloniler gözlenmiú, muhtemel Pseudomonas aeruginosa olabilecek, mavi-yeúil koloniye hiç rastlanmamıútır. Aynı úekilde 35˚C’de 48 saat inkübasyona bırakılan Cetrimide agar petrilerinde ise hiç üreme olmamıútır. Dolayısıyla hava örneklerinden P. aeruginosa izolatı elde edilememiútir. Sonuç olarak BPA petrilerinden 45, CNA petrilerinden 39 olmak üzere toplam 84 adet stafilokok izolatı ve KEAA petrilerinden de 12 adet enterokok izolatı elde edilmiú ve çalıúmaya dahil edilmiútir. 103 Elde edilen stafilokok izolatları kapaklı tüplerde hazıranmıú Yatık Nutrient Agar’da, enterokok izolatları ise Yatık Tryptic Soy Agar’da, +4˚C’de saklanmıú ve ayda bir kez taze yatık besiyerlerine taúınarak korunmuútur. ødentifikasyon için yapılan konvansiyonel ve di÷er testlerde buradan aktarılan 24 saatlik taze kültürler kullanılmıútır. 4.3 øzolatların Tanılanması Elde edilen izolatların, genus ve tür düzeyinde tanılanması, Bergey’s Manual of Systematic’s (Sneath et al., 1986) ve The Procaryotes (Balows et al., 1992) kaynaklarında yer alan konvansiyonel metodlarla ve Api Staph (Biomerieux, France) ve Api 20 Strep (Biomerieux, France) hazır identifikasyon panelleri yardımıyla yapılmıútır. Yapılan biyokimyasal ve morfolojik testler ile stafilokok izolatlarının bu testlere verdi÷i sonuçlar Çizelge 4.5 ‘de, enterokok izolatlarının sonuçları da Çizelge 4.6’da verilmiútir. 104 Çizelge 4.5: Staphylococcus izolatlarının morfolojik ve biyokimyasal testlerden elde edilen sonuçları Katalaz testi Glukoz fermentasyonu FTO’da büyüme Hareketlilik Koloni çapı>5 mm Koloni pigmenti Aerobik büyüme Anaerobik büyüme %10 (w/v) NaCl %15 (w/v) NaCl 15oC'de büyüme 45oC'de büyüme Sitokrom c (oksidaz) Aerobik asit oluúumu; D-xylose L-Arabinose D-cellobiose Raffinose Salicin Sucrose Maltose D-Mannitol D-Mannose D-Trehalose Alfa-Lactose D-Galactose B-D-Fructose D-Melesitose D-Ribose Xylitol Nitrat redüksiyonu Alkalen fosfataz Arginin dihidrolaz Üreaz Serbest Koagulaz Kümelenme faktörü Hemolizis Deoksiribonükleaz ȕ - Galaktosidaz Novobiocin direnci ønhibisyon zonu16mm 1 + + + + + + w+ + w- 2 + + + + + + w+ w- 3 + + + + + + w+ w+ + - 4 + + + + w+ w+ + + - 5 + + + + + + + + - 6 + + + + + + w+ + - 7 + + + + + + w+ + - 8 + + + + + + w+ w+ - 9 + + + + w+ ww+ + - 10 + + + + + + w + w+ - 11 + + + + w+ w + + - 12 + + + + + w+ + - 13 + + + + + w w+ - 14 + + + + + + w + + - + + + + + + + + + w+ + + + + + + + + + w+ + w+ w+ + + + + + + + + + + + w + + + + + + + + www- + + + + + w+ + + + + - + + + + + + + + + + w- + + + + + w+ + + + w- + + + + + w+ + + + - + + + + + + + + + w - + + + + + + + + + + + + + + + + + + + w+ + w+ + + + + + + + w+ w+ w+ - + + + + + + + + w+ w+ + w+ + + + + + + + + w+ w- + - + - - + - - - - + - - - 105 Çizelge 4.5 (Devam) Katalaz testi Glukoz fermentasyon FTO’da büyüme Hareketlilik Koloni çapı>5 mm Koloni pigmenti Aerobik büyüme Anaerobik büyüme %10 NaClde büyüme %15 NaCl de büyüme 15oC'de büyüme 45oC'de büyüme Sitokrom c (oksidaz) Aerobik asit oluúumu; D-xylose L-Arabinose D-cellobiose Raffinose Salicin Sucrose Maltose D-Mannitol D-Mannose D-Trehalose Alfa-Lactose D-Galactose B-D-Fructose D-Melesitose D-Ribose Xylitol Nitrat redüksiyonu Alkalen fosfataz Arginin dihidrolaz Üreaz Serbest Koagulaz Kümelenme faktörü Hemolizis Deoksiribonükleaz ȕ - Galaktosidaz Novobiocin direnci ønhibisyon zonu16mm 15 + + + + + w - 16 + + + + + w ww+ - 17 + + + w+ ww+ - w+ + + + + w+ + w- + + + + + + + w+ w+ - - 18 + + + + + w ww+ - 19 + + + w+ w + w+ - 20 + + + + + + + w+ - 21 + + + + + w+ + w- 22 + + + + + ww- 23 + + + + + ww+ - 24 + + + + + + w - 25 + + + + w+ w + w- 26 + + + + + + www- 27 + + + + + + ww+ - 28 + + + + w+ + + w- + + + + + ww+ - + + + + + + + + w+ + w+ + + + + + + + + w+ + + + ww- + + + + + + + + + w+ + + + + + + + - + + + + + w+ + + + + + + + + + + + - + + + + + + + + W+ + + - + + + + + - + + + + + + + + + + ww+ + + + + + + w+ + + + + + + + - - - + + + - - - + - - + 106 Çizelge 4.5(Devam) Katalaz testi Glukoz fermentasyon FTO’da büyüme Hareketlilik Koloni çapı>5 mm Koloni pigmenti Aerobik büyüme Anaerobik büyüme % 10 NaClde büyüme % 15 NaClde büyüme 15oC'de büyüme 45oC'de büyüme Sitokrom c (oksidaz) Aerobik asit oluúumu; D-xylose L-Arabinose D-cellobiose Raffinose Salicin Sucrose Maltose D-Mannitol D-Mannose D-Trehalose Alfa-Lactose D-Galactose B-D-Fructose D-Melesitose D-Ribose Xylitol Nitrat redüksiyonu Alkalen fosfataz Arginin dihidrolaz Üreaz Serbest Koagulaz Kümelenme faktörü Hemolizis Deoksiribonükleaz ȕ - Galaktosidaz Novobiocin direnci ønhibisyonzonu16mm 29 + + + + w+ w+ w+ - 30 + + + + + + w+ w- 31 + + + + + + w+ w+ - 32 + + + w+ + + + - 33 + + + s + + + w ww- 34 + + + s + w+ w+ + - 35 + + + + w+ w + w+ - 36 + + + w+ w + w+ - 37 + + + w+ w + w+ - 38 + + + + w+ w + w+ - 39 + + + + + + + + W+ - 40 + + + + + w+ + - 41 + + + + + w+ w+ - 42 + + + + + w+ + + - + + + + + + + + + w + + + + + + + + + w+ - + + + + + + + + w+ - + + + + + + w+ - + + + + + + w+ w- + + + + + + + w+ + + w+ w- + + + + + w+ + - + + + + + + w+ - + + + + + + w+ - + + + + + + w+ + w- + + + + + + w+ w+ + w- + + + + + + + w+ + + + w- w+ + + w+ w+ w- + + + + + + + + + - - - - + - + + + + + + - - - 107 Çizelge 4.5(Devam) Katalaz testi Glukoz fermentasy FTO’da büyüme Hareketlilik Koloni çapı>5 mm Koloni pigmenti Aerobik büyüme Anaerobik büyüme %10 NaCl büyüme %15 NaCl büyüme 15oC'de büyüme 45oC'de büyüme Sitokrom (oksidaz) Aerobik asit oluú. D-xylose L-Arabinose D-cellobiose Raffinose Salicin Sucrose Maltose D-Mannitol D-Mannose D-Trehalose Alfa-Lactose D-Galactose B-D-Fructose D-Melesitose D-Ribose Xylitol Nitrat redüksiyonu Alkalen fosfataz Arginin dihidrolaz Üreaz Serbest Koagulaz Kümelenme faktör Hemolizis Deoksiribonükleaz ȕ - Galaktosidaz Novobiocin direnci ønhib. zonu16mm 43 + + + + + + + + - 44 + + + + + w+ + + - 45 + + + + + + w+ + + - 46 + + + + + + + w + + - 47 + + + + + + + w + + - 48 + + + + + + + w + + - 49 + + + + w w+ w- 50 + + + + + + w + + - 51 + + + + + + + + - 52 + + + + + + w+ + - 53 + + + + + + + w + w+ - 54 + + + + w+ w+ w+ - 55 + + S + + w ww+ w- 56 + + + s + + + w + w - + + + + + + + + - + + + + + + + + + - + + + + + + w+ + + + - + + + + + + + + + + + w+ w+ + + + - + + + + + + + + + + + w+ + + + + - + + + + + + + + + + + w+ w+ + + + - + + + + + ww+ w+ + - + + + + + + + + + + + ww + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + w+ + + + + + + w+ + + + w+ w+ + + + - w+ + + + + + w+ + - + + + + + + + w+ + - w+ + + + + + + + w+ + - - - - - - - - - - - - - - - 108 Çizelge 4.5 (Devam) Katalaz testi Glukoz fermentasyonu FTO’da büyüme Hareketlilik Koloni çapı>5 mm Koloni pigmenti Aerobik büyüme Anaerobik büyüme %10 NaCl de büyüme %15 NaCl de büyüme 15oC'de büyüme 45oC'de büyüme Sitokrom c (oksidaz) Aerobik asit oluúumu D-xylose L-Arabinose D-cellobiose Raffinose Salicin Sucrose Maltose D-Mannitol D-Mannose D-Trehalose Alfa-Lactose D-Galactose B-D-Fructose D-Melesitose D-Ribose Xylitol Nitrat redüksiyonu Alkalen fosfataz Arginin dihidrolaz Üreaz Serbest Koagulaz Kümelenme faktörü Hemolizis Deoksiribonükleaz ȕ - Galaktosidaz Novobiocin direnci ønhibisyon zonu16mm 57 + + + w + + ww+ - 58 + + + + w+ w + + - 59 + + + w + + + w + w- 60 + + + + + w + + - 61 + + + + + + w + w+ - 62 + + + + + + w+ - 63 + + + + + + w + - 64 + + + + + + ww - 65 + + + + + + w- 66 + + + + + w+ ww+ - 67 + + + + + w + + - 68 + + + + + + w + + - 69 + + + + + + w + + - 70 + + + + + + w+ + - + + + + + + wW + + - + + + + + + + + + + + w+ + + + + w+ + w+ + w- + + + + + + + w+ w+ + + w+ + + + + + + + + + + + ww+ + + + - + + + + + + + + + + w - + + + + + + + + + + w+ + w w+ + + + + + + w+ + w + + + + + + + + + + w+ + + w+ + + + + + w+ w+ + w+ + + + + + + + w+ + + + + w- + + + + + + + + + + w- + + + + + + + + + + w- + + + + + + + w+ + + + + w - - - - - - - - - - - - - - - 109 Çizelge 4.5 (Devam) Katalaz testi Glukoz fermentasyonu FTO’da büyüme Hareketlilik Koloni çapı>5 mm Koloni pigmenti Aerobik büyüme Anaerobik büyüme %10 NaCl de büyüme %15 NaCl de büyüme 15oC'de büyüme 45oC'de büyüme Sitokrom c (oksidaz) Aerobik asit oluúumu; D-xylose L-Arabinose D-cellobiose Raffinose Salicin Sucrose Maltose D-Mannitol D-Mannose D-Trehalose Alfa-Lactose D-Galactose B-D-Fructose D-Melesitose D-Ribose Xylitol Nitrat redüksiyonu Alkalen fosfataz Arginin dihidrolaz Üreaz Serbest Koagulaz Kümelenme faktörü Hemolizis Deoksiribonükleaz ȕ - Galaktosidaz Novobiocin direnci ønhibisyon zonu16mm 71 + + + + + + ww - 72 + + + + w w+ + + - 73 + + + + + + w+ + - 74 + + + + + + w + + - 75 + + + + w w+ + + - 76 + + + + + w ww- 77 + + + + + + + w + + - 78 + + + + + + + w + + - 79 + + + + + w+ + - 80 + + + + + w w+ + - 81 + + + + + w + + - 82 + + + + + + w+ - 83 + + + + + + + + - 84 + + + + + + ww+ + - + + + + + + w+ + w+ w+ + ww- + + + + + + + w+ + + + w - + + + + + + + + + + + + w + + + + + + + + + w + + w- + + + + + + + + + + + w- + + + + + + + + w+ ww- + + + + + + + + ww + w+ w+ + + + - + + + + + + + + + + + w+ w+ + + + - + + + + + w+ w+ ww- + + + + + + + + + w - + + + + + + + + + w w- + + + + + + + + + w - + + + + + w+ + + + + w - + + + + + + + + + + + w - - - - - - - - - - - - - - - (+: pozitif; -: negatif; w: zayıf ; w+: pozitife yakın; w-: negatife yakın) 110 Çizelge 4.6: Enterococcus izolatlarının morfolojik ve biyokimyasal testlerden elde edilen sonuçları Karakteristikler Katalaz Anaerobik büyüme Hemoliz Sarı pigmentasyon % 6.5 NaCl'de büyüme 45oC'de büyüme pH 9.6'da büyüme Argininden amonyak oluúumu Potasyum tellüritin indirgenmesi Asit oluúumu; L-Arabinoz Arbutin Adonitol Melesitose Melibiose Sorbitol Sorbose Mannitol Raffinose Saccharose Ribose Trehalose D-mannose D-xylose Xylitol ȕ –Galactosidase 1E 2E 3E 4E 5E 6E 7E 8E 9E 10E 11E 12E w- w- + + + + + w+ w- + + + Į Į ȕ Į w- w- + + + + + + w- + + + + + + + + + + + + w- w- + + + + + + w- + + + + + + + + + + + - w+ w+ + + w+ + - w+ w+ w+ + + w+ w+ + + + + + + + + w- w- + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + - + + + + + + + + + - + + + + + + + + + + w+ + + + + + + + + w- + w- w- + + + + + + + + + + (+: pozitif; -: negatif; w: zayıf ; w+: pozitife yakın; w-: negatife yakın; Į: alfa hemoliz; ȕ: beta hemoliz) + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + + 111 Konvansiyonel Test Sonuçlarının Bazı Görüntüleri øzolatlara uygulanan biyokimyasal ve morfolojik testlerden elde edilen sonuçlara ait bazı görüntüler, ùekil 4.5, 4.6, 4.7, 4.8, 4.9, 4.10, 4.11, 4.12, 4.13, 4.14, 4.15, 4.16, 4.17, 4.18, 4.19, 4.20, 4.21, 4..22, 4.23 ve 4.24’ de verilmiútir. ùekil 4. 5 : Gram boyama ile boyanmıú bazı stafilokok hücrelerinin100x16’lık büyütmedeki mikroskobik görüntüleri ùekil 4. 6 : Gram boyama ile boyanmıú bazı enterokok hücrelerinin100x16’lık büyütmedeki mikroskobik görüntüleri 112 ùekil 4.7: Bazı stafilokok izolatlarının ùekil 4.8: Stafilokok izolatlarının pozitif katalaz sonucu FTO’da büyüme testi negatif sonucu ùekil 4.9: ønkübasyondan önce ùekil 4.10: 7 gün inkübasyondan sonra O/F tüpleri O/F tüplerindeki renk de÷iúimi ùekil 4.11: Koagulaz testi görüntüleri ùekil 4.12: Mannitol Salt Agarda büyüme ve mannitolün fermentasyonu 113 ùekil 4.13: Beta hemoliz yapan ùekil 4.14: Nitrat reduksiyon testinin bazı izolatların kan agardaki kontrol görüntüleri görüntüleri ùekil 4.15: Bazı izolatların ùekil 4.16: Bazı izolatların anaerobik alkalen fosfataz testi sonuçları büyüme görüntüleri ùekil 4.17:Bazı izolatların ùekil 4.18: Bazı izolatların DNAse testi arginin dihidrolaz testi sonuçları pozitif sonuç görüntüleri 114 ùekil 4.19: Bazı izolatların ùekil 4.20: Bazı izolatların üreaz testi sonuç görüntüleri oksidaz testi sonuç görüntüleri ùekil 4.21: Karbonhidratların ùekil 4.22: Bazı izolatların beta fermentasyonundaki renk de÷iúimi galaktosidaz testi sonuçları ùekil 4.23: P Agardaki kolonilerin ùekil 4.24: Bazı enterokok izolatlarının görüntüleri potasyum tellürit indirgeme testine ait pozitif sonuçları 115 4.3.1 Tanılanan øzolatlar ødentifikasyon sonucu, elde edilen 84 stafilokok izolatından, 7 suú koagulaz (+), 29 suú koagulaz (-) olmak üzere toplam 36 suú ( % 42,85) S. aureus olarak tanılanmıútır. Serbest koagulaz üreten suúlar 46,47,48,53,61,77 ve 78 nolu izolatlardır. 2 tane S. lugdunensis ve 12 tane S. aureus suúunun kümelenme faktörüne (clumping factor, bound coagulase) sahip oldu÷u tespit edilmiú, di÷er stafilokok suúlarının hem koagulaz hem de kümelenme faktörünün negatif oldu÷u saptanmıútır. Koagulaz negatif di÷er stafilokok izolatlarından (KNS) , 19 suú (% 22,61) S. xylosus, 13 suú (%15,47) S. haemolyticus, 7 suú (%8,33) S. hominis, 3 suú (% 3,57) S. lentus, 2 suú (% 2,38) S. lugdunensis, 1 suú (% 1,19) S. epidermidis, 1 suú (% 1,19) S. saprophyticus, 1 suú (% 1,19) S. warneri ve 1 suú (% 1,19) da S. chromogenes olarak tanılanmıútır. Tanılanan stafilokok suúlarının tür isimleri ve Api Staph test panellerinden elde edilen identifikasyon de÷erleri Çizelge 4.’7de verilmiútir. Örnekleme sürecinde 99 adet KEAA petrisinden toplam 12 tane eskulin hidrolizi pozitif olan suú izole edilmiú, söz konusu suúlar morfolojik ve biyokimyasal testlerle genus düzeyinde tanılanırken, Api 20 Strep (Biomeriaeux, France) identifikasyon sistemiyle de tür düzeyinde tanılanmıútır. Eskulin pozitif olup, morfolojik ve biyokimyasal testlerde de enterokok özelli÷i göstermeyen 3 izolat, api testiyle “Aerococcus viridans 1” olarak tanılanmıú, enterokok izolatlarının da 2 si (% 22,22) “E. faecalis”, 7’si (% 77,77) “E. faecium” olarak identifiye edilmiútir. Tanılanan bu suúlar ve Api 20 Strep test panelleriyle elde edilen identifikasyon de÷erleri Çizelge 4.8’deki gibidir. 116 øzolatlara ait bazı Api 20 Strep ve Api Staph identifikasyon panellerinin görüntüleri øzolatlara uygulanan Api Staph (Biomerieux, France) ve Api 20 Strep (Biomerieux, France) identifikasyon panellerinden, 24 saat inkübasyondan sonra elde edilen örnek görüntüler, ait oldukları suúların isimleri ile birlikte ùekil 4.25, 4.26, 4.27, 4.28, 4.29’da gösterilmiútir. ùekil 4.25: Aerococcus viridans 1 (ID: % 99,6 ; T: 0,59) ùekil 4.26: Enterococcus faecium (ID: % 98,8 ; T: 0,8) 117 ùekil 4.27: Enterococcus faecalis (ID: % 99,7 ; T: 0,66) ùekil 4.28: Staphylococcus aureus (ID: % 97,8 ; T: 1,0) ùekil 4.29: Staphylococcus xylosus (ID: % 99,8 ; T: 0,58) 118 Çizelge 4.7: Konvansiyonel Testlerle ve Api Staph (Biomerieux, France) øle Tanılanan Staphylococcus Türleri Suú No Tanılanan Tür % ID T 1 S. xylosus % 78,3 0,37 2 S. xylosus % 99,9 0,25 3 S. xylosus % 85,3 0,31 4 S. lentus % 98,2 0,55 5 S. aureus % 40.5 0,7 6 S. haemolyticus % 92,5 0,98 7 S. haemolyticus % 43,7 0,72 8 S. aureus % 80 0,4 9 S. lentus % 98,2 0,55 10 S. aureus % 94,9 0,49 11 S. aureus % 97,8 1 12 S. xylosus - - 13 S. xylosus % 78,3 0,37 14 S. xylosus - - 15 S. xylosus % 85,3 0,31 16 S. xylosus % 85,3 0,31 17 S. lentus % 94,1 0,41 18 S. xylosus % 85,3 0,31 19 S. hominis % 81,0 0,93 20 S. xylosus % 98,1 0,83 21 S. xylosus % 97,6 0,3 22 S. aureus % 97,8 1 23 S. xylosus % 78,3 0,37 24 S. aureus % 77,7 0,9 25 S. xylosus % 99,0 0,51 26 S. aureus % 88,4 0,9 119 Çizelge 4.7 (Devam) Suú No Tanılanan Tür % ID T 27 S. hominis % 57,1 0,86 28 S. aureus % 97,8 1 29 S. aureus % 80,0 0,4 30 S. aureus % 97,8 1 31 S. aureus % 98,1 0,9 32 S. xylosus % 97,6 0,3 33 S. hominis % 75,5 0,93 34 S. xylosus % 99,8 0,58 35 S. aureus % 97,8 1 36 S. xylosus % 98.1 0,73 37 S. xylosus % 98.1 0,73 38 S. aureus % 95,5 0,67 39 S. xylosus % 40,9 0,37 40 S. aureus % 92,5 0,75 41 S. hominis % 75,5 0,93 42 S. saprophyticus % 87,4 0,49 43 S. chromogenes % 68,0 0,74 44 S. aureus % 90 0.8 45 S. haemolyticus % 38,2 0,65 46 S. aureus % 97.8 1 47 S. aureus % 97.8 1 48 S. aureus % 97.8 1 49 S. warneri % 74.6 0,79 50 S. haemolyticus % 43,7 0,72 51 S. haemolyticus % 96,6 0,51 52 S. haemolyticus % 43,7 0,72 53 S. aureus % 94,1 0,86 54 S. hominis % 75.5 0,93 55 S. hominis % 81,0 0,93 56 s. xylosus % 92,3 0,58 120 Çizelge 4.7 (Devam) Suú No Tanılanan Tür % ID T 57 S. lugdunensis % 35,8 0,73 58 S. haemolyticus % 85,6 0,65 59 S. lugdunensis % 69,7 0,74 60 S. aureus % 98,1 0,9 61 S. aureus % 98,1 0,9 62 S. hominis % 72,5 0,79 63 S. aureus % 88,4 0,9 64 S. aureus % 77,7 0,9 65 S. epidermidis % 80.8 0,89 66 S. aureus % 77,7 0,9 67 S. aureus % 40,5 0,7 68 S. haemolyticus % 47,1 0,73 69 S. haemolyticus % 47.1 0,73 70 S. aureus % 40,5 0,7 71 S. aureus % 97,8 1 72 S. aureus % 88,1 0,61 73 S. aureus % 40,5 0,7 74 S. aureus % 98,1 0,9 75 S. aureus % 58,8 0,38 76 S. haemolyticus % 90,1 0,67 77 S. aureus % 97,8 1 78 S. aureus % 97,8 1 79 S. haemolyticus % 90,1 0,67 80 S. haemolyticus % 47,1 0,73 81 S. haemolyticus % 90,1 0,67 82 S. aureus % 85,1 0,81 83 S. aureus % 98,1 0,9 84 S. aureus % 86,4 0,53 (ID: Identifikasyon Derecesi, T: Tipe uygunluk (Tipisite)) 121 Çizelge 4.8 : Konvansiyonel Testlerle ve Api 20 Strep (Biomerieux, France) øle Tanılanan Enterococcus ve Aerococcus Türleri øzolat No Tanılanan Türler % ID T 1E Aerococcus viridans 1 % 99,6 0,59 2E Aerococcus viridans 1 % 99,6 0,59 3E Enterococcus faecium % 98,8 0.8 4E Enterococcus faecium % 98,8 0,8 5E Enterococcus faecalis % 99,7 0,66 6E Enterococcus faecalis % 79,8 0,52 7E Enterococcus faecium % 89,8 0,61 8E Enterococcus faecium % 85,6 0,57 9E Aerococcus viridans 1 - - 10E Enterococcus faecium % 98,6 0,7 11E Enterococcus faecium % 97,8 0,39 12 E Enterococcus faecium % 98,8 0,8 (ID: Identifikasyon Derecesi, T: Tipe uygunluk (Tipisite)) 4.4 Antibiyotik Duyarlılık Testi Sonuçları Disk difüzyon yöntemiyle yapılan antibiyotik duyarlılık testlerinde ölçülen , stafilokok suúlarına ait zon çapları Çizelge 4.9’da, enterokok ve aerokok suúlarına ait zon çapları da Çizelge 4.11’de verilmiútir. Staphylococcus suúlarındaki antibiyotiklere direnç oranları da Çizelge 4.10’da, Enterococcus suúlarının antibiyotiklere direnç oranları da Çizelge 4.12’de gösterilmiútir. 122 Çizelge 4.9: Stafilokok Suúlarının Antibiyotik Duyarlılık Zon Çapları ( mm) Suú C CN AMC SXT AMP OX CXM CIP DA VA IMP NV 1 24 25 35 32 32 16 16 19 23 22 0 9 2 19 20 38 19 36 25 25 20 27 21 9 21 3 22 20 19 0 8 13 15 11 24 19 0 0 4 19 18 20 0 9 13 32 17 44 23 9 26 5 20 17 22 0 0 13 18 9 26 20 0 20 6 18 19 19 17 7 13 20 11 20 21 0 15 7 22 8 11 0 0 0 0 0 25 19 0 20 8 19 25 22 22 21 11 10 18 0 21 0 23 9 22 0 13 0 0 0 0 0 30 19 0 22 10 20 14 20 0 8 15 17 9 27 18 7 22 11 20 20 24 0 14 16 16 10 26 22 0 9 12 17 0 11 0 0 0 0 0 28 19 0 24 13 21 24 22 18 9 12 17 20 28 20 10 29 14 17 18 17 0 0 12 18 9 17 20 0 17 15 25 24 30 0 28 25 30 24 29 24 11 26 16 26 26 30 0 32 25 30 23 31 21 11 24 17 26 28 44 30 40 19 18 24 38 23 8 25 18 28 30 45 15 44 38 30 26 34 22 14 25 19 26 28 36 32 34 0 19 23 32 23 0 0 20 23 24 32 28 29 16 17 21 32 21 0 7 21 21 26 28 0 20 11 0 0 28 23 0 0 22 25 24 32 0 35 22 28 24 32 22 8 30 23 22 21 42 0 40 25 26 25 29 22 9 26 24 22 21 38 0 34 25 25 27 30 21 10 27 25 23 22 34 24 28 12 20 20 30 22 0 0 26 24 21 22 20 24 12 18 0 0 21 0 26 27 24 24 20 15 10 0 0 23 31 23 0 23 28 10 26 32 30 36 18 20 27 30 22 0 10 29 30 30 22 20 12 0 15 26 30 23 9 20 123 Çizelge 4.9 (Devam) Suú C CN AMC SXT AMP OX CXM CIP DA VA IMP NV 30 24 23 30 22 16 26 32 30 44 20 11 30 31 0 25 17 15 10 10 9 24 0 22 0 25 32 21 29 21 0 19 0 0 20 30 23 0 0 33 10 24 28 21 14 18 18 23 23 21 8 25 34 0 28 36 26 30 14 20 24 24 22 0 0 35 9 23 40 32 40 18 18 26 25 24 0 0 36 0 28 36 30 32 12 18 23 22 23 0 0 37 8 30 36 30 30 12 18 23 23 22 0 0 38 29 30 40 24 32 16 19 25 22 24 7 0 39 23 27 38 26 32 14 12 27 22 23 0 0 40 20 22 25 21 14 17 24 20 23 20 8 25 41 21 25 26 17 14 18 28 23 26 22 22 25 42 22 23 21 24 9 0 20 29 32 25 20 28 43 30 32 24 0 0 0 0 21 24 21 26 19 44 0 38 28 0 0 0 11 0 0 23 30 20 45 22 23 32 0 34 20 30 32 37 26 35 29 46 23 16 30 0 17 20 14 18 23 20 36 20 47 19 15 25 20 20 20 20 18 27 20 30 20 48 20 15 25 22 15 20 20 16 28 20 32 20 49 20 25 26 24 10 20 23 20 24 25 35 22 50 21 18 22 20 12 18 18 19 22 23 32 22 51 21 22 30 0 29 21 24 25 24 22 27 22 52 23 26 30 0 32 20 20 24 26 22 34 25 53 19 0 22 24 11 17 20 20 26 21 34 18 54 22 24 23 25 8 13 0 21 23 22 28 21 55 22 20 21 25 12 16 13 22 26 22 30 26 56 32 26 38 24 30 16 20 23 34 22 38 0 57 24 22 24 26 13 16 15 24 29 23 32 25 58 24 0 19 26 8 9 11 0 24 22 32 23 124 Çizelge 4.9 (Devam) Suú C CN AMC SXT AMP OX CXM CIP DA VA IMP NV 59 24 22 36 21 32 26 24 20 26 20 34 21 60 25 15 20 28 10 0 0 0 0 22 34 20 61 26 38 32 0 17 0 24 20 26 22 34 22 62 29 35 28 26 22 20 27 0 24 23 25 27 63 28 0 24 0 12 0 18 28 0 22 35 30 64 25 24 22 0 13 12 17 23 27 22 23 25 65 30 25 23 20 15 19 16 25 29 24 23 30 66 24 24 22 0 12 10 16 24 28 22 24 24 67 24 10 12 0 0 0 0 0 29 20 28 20 68 28 20 15 0 22 18 14 0 28 21 28 20 69 32 20 14 0 0 0 0 0 30 22 26 23 70 22 23 22 0 13 16 12 22 19 22 30 22 71 26 26 29 22 19 24 22 24 30 22 44 28 72 22 23 24 0 11 13 15 0 0 21 30 21 73 22 0 10 0 0 0 0 0 0 23 0 26 74 23 26 25 0 12 16 18 22 26 21 25 22 75 23 0 14 0 0 0 0 0 0 22 30 24 76 20 22 31 0 28 23 26 25 24 21 30 21 77 26 24 32 22 15 26 28 22 30 21 38 26 78 23 20 31 24 16 24 22 21 25 22 38 24 79 23 20 30 0 28 23 24 27 25 23 27 25 80 30 36 32 0 13 15 19 24 26 22 34 19 81 24 25 26 25 16 22 11 29 30 23 37 28 82 22 25 20 0 9 9 11 0 22 22 29 18 83 24 26 20 0 11 11 0 0 32 22 20 24 84 0 22 21 19 13 12 18 36 40 20 40 32 (C:kloramfenikol,CN:Gentamisin,AMC:Amoksisilin/Klav.Asit.,SXT:Trimetoprim/Sulfametoksaz ol, AMP:Ampisilin, Ox:Oxacilin, CXM: Sefuroksim, Cıp:Siprofloksasin, DA: Klindamisin, VA:Vankomisin) IMP 10 30 AMC 30 %13,79-R %51,72-R %0-R %0-R %0-R %0-R %17,24-R %0-R C 30 VA %3,44-I R %58,6-R %28,57- %6,89-I 25 %41,37-R %0-R %42,8-I R %15,38- %89,4-R %5,2-I R %38,46- %0-R %0-R %30,7-I %69,2-R %7,7-I %38,4-R %0-R %7,69 R %38,46- %76,9-R S. haemoly N=13 R %15.78- %0-R %10.5-I %15,7-R %5,2-I %42,1-R %26,3-I %21-R %0-R SXT CIP 5 %5,26-I %0-R DA 2 %5,26-R %3,44-I %3,44-I %73,68 %42,1-R S. xylo. N=19 %31,0-R %13,8-R %14,85-I R R %30,4 -R %14,85- %14,28- %82,75-R %100-R S. aureus K(-) N=29 CN 10 OX 1 10 AMP S. aureus K(+) N=7 R %14,28- %0-R %0-R R %14,28- %14,28-I % 0-R R %14,28- %0-R %0-R R %57,14- %85,7-R S. hominis N=7 %100-R %33,3 %0-R %0-R %66,6 %33,3-I %33,3-R %0-R %33,3 %66,6-R %66,6-R S. lentus N=3 %0-R %0-R %0-R %0-R %0-R %0-R %0-R %0-R %50-R %50-R S. lugdun. N=2 %0-R %0-R %0-R %0-R %0-R %100-I %0-R %0-R %0-R %100-R S. warner N=1 %0-R %0-R %0-R %0-R %0-R %0-R %0-R %0-R %0-R R S. epider N=1 %100- %0-R %0-R %0-R %0-R %100-R %0-R %0-R %0-R %100-R %100-R S. chromo N=1 %0-R %0-R %0-R %0-R %0-R %0-R %0-R %0-R %100-R %100-R S. sappro. N=1 Çizelge 4.10 : Tanılanan Stafilokok Suúlarının Antibiyotiklere Direnç Oranları ( R: Dirençli, I: Orta duyarlı ) 125 125 126 Çizelge 4.11 Enterococcus ve Aerococcus Türlerinin Antibiyotik Duyarlılık Zon Çapları (mm) Suú No C CN AMC SXT AMP OX CXM CIP DA VA 1E 36 0 30 0 12 0 0 16 34 28 2E 28 0 23 0 11 0 0 0 42 30 3E 26 10 12 0 0 0 0 0 10 25 4E 27 10 11 0 0 0 0 0 11 23 5E 8 14 26 0 26 0 9 15 9 21 6E 17 14 25 0 24 0 11 15 8 20 7E 19 12 25 0 25 0 0 11 24 23 8E 0 0 32 12 30 0 0 0 26 29 9E 28 0 28 0 26 0 0 14 36 26 10E 20 0 0 0 0 0 0 0 0 25 11E 19 0 0 0 0 0 0 0 0 24 12E 26 11 12 0 0 0 0 0 11 26 (C:kloramfenikol,CN:Gentamisin,AMC:Amoksisilin/Klav.Asit., SXT:Trimetoprim/Sulfametoksazol, AMP:Ampisilin, Ox:Oxacilin, CXM: Sefuroksim, Cıp:Siprofloksasin, DA: Klindamisin, VA:Vankomisin ) Çizelge 4.12:Tanılanan Enterococcus Suúlarının Antibiyotiklere Direnç Oranları ( R: Dirençli, I: Orta duyarlı ) Suúlar C CN AMC SXT % 50 D D D E. faecalis E. faecium % 14,8- D R (D: Duyarlı ; R: Dirençli) D D AMP % 50-R % 71,4-R OX CXM D D D D CIP % 100-R % 100-R DA VA D 100- % D % D 100D 127 Antibiyotik Duyarlılık Zon Çaplarının De÷erlendirilmesi ùekil 4.30’da görüldü÷ü gibi, her antibiyotik diskinin etrafında oluúan zonların çapları ölçülmüú ve izolatların bu antibiyoti÷e duyarlılı÷ı NCCLS standartlarıyla karúılaútırılarak de÷erlendirilmiútir (Bkz. Çizelge 3.6, Çizelge 3.7). Buna göre 36 S. aureus suúundan 11 tanesi (%30,55) oksasiline dirençli ve 5 tanesi de (% 13,88) orta duyarlı bulunmuútur. Dirençli suúlar, 29, 31, 44, 60, 61, 63, 66, 67, 73, 75 ve 82 nolu suúlardır ve “Metisiline Dirençli Staphylococcus aureus (MRSA)” olarak tanımlanmıútır. Çalıúmamızda tespit edilen metisiline orta duyarlı S. aureus suúları, 8, 26, 64, 83 ve 84 nolu izolatlardır. ùekil 4.30: Antibiyotik disklerinin bazı izolatların Muller Hinton Agar büyüme ortamında oluúturdu÷u zonlar Di÷er KNS suúlarından 28’i (%58,33) oksasiline dirençli (MRKNS), di÷erleri duyarlı bulunmuútur. Metisiline direnç oranları sırasıyla S. xylosus suúlarında % 73,68, S. epidermidis’de % 0, S. lentus’da % 66,66, S.lugdunensis’de % 50, S. warneri’de % 0, S. saprophyticus’da % 100, S. cromogenes’de % 100, S. hominis’de % 57,14 olarak tespit edilmiútir. 128 S. aureus suúlarının di÷er antibiyotiklere duyarlılık oranlarına bakıldı÷ında koagulaz (+) S. aureus suúlarının tamamı ampisiline dirençli iken, koagulaz (-) S. aureus suúlarının % 82,75’inin dirençli oldu÷u ve koagulaz (-) S. aureus’ larda % 82,75, koagulaz (+) S. aureus’ larda ise % 100 görülen direnç oranı ile S. aureus suúları arasında en fazla direnç tespit edilen antibiyoti÷in ‘ampisilin’ oldu÷u görülmüútür. S. aureus ve di÷er KNS suúlarının en duyarlı oldukları antibiyotik ise vankomisin olarak saptanmıútır (% 0 direnç). MRSA’lardaki direnç oranlarına bakıldı÷ında, oksasiline dirençle birlikte çoklu direcin de geliúti÷i görülmüútür. 8 MRSA suúunun ( % 72,72) dört ve daha fazla antibiyoti÷e dirençli oldu÷u saptanmıútır. MRSA’ ların antibiyotiklere direnç oranları sırasıyla, vankomisin’e % 0, siprofloksasine % 54,5, kloramfenikole % 18,1, amoksisilin klavulonik asite % 36,6, gentamisine % 36,6 olarak bulunmuútur. Çalıúmamızdaki Enterococcus türlerinde antibiyotik direnç oranlarına bakıldı÷ında; 7 E. faecium ve 2 E. faecalis suúunun hiçbirinde vankomisine direnç saptanmamıútır. Buna karúılık bütün enterokok suúları (% 100) siprofloksasine dirençli bulunmuútur. Ampisiline dirence bakıldı÷ında ise, E. faecium suúlarının 5 tanesi (% 71,4) ampisiline direnç göstermiú, 2 tanesi (% 28,5) duyarlı bulunmuútur. E. faecalis suúlarından 1’i (% 50) kloramfenikole dirençli iken, di÷eri (%50) orta duyarlı bulunmuú, E. faecium suúlarının ise sadece 1 tanesinde (% 14,28) kloramfenikole direnç tespit edilmiútir. NCCLS standartlarında “Enterococcus spp., sefalosporinler, aminoglikozidler (yüksek düzey direnç taraması hariç), klindamisin ve trimetoprim/sülfametoksazol in vitro olarak aktif görünebilirler, ancak klinik olarak etkili de÷ildirler ve izolatlar duyarlı olarak bildirilmelidir.” 129 denmiútir, dolayısıyla çalıúmamızda enterokok suúları, test edilen trimetoprim/sülfametoksazol, amoksisilin klav.asit , oksasilin, gentamisin ve klindamisin gibi antibiyotiklere dirençli görünseler de duyarlı olarak bildirilmek durumundadır. 4.5 øzolatların Dahil Oldu÷u Genusların Özellikleri Gram pozitif koklar, filogenetik ve fenotipik özellikleri farklı 15 genus içermektedir (Sneath et al.,1986). Bu genusların sadece birkaç tane fizyolojik ve morfolojik ortak özelli÷i vardır. Hepsi gram pozitiftir, kemoorganotroftur, mezofiliktir ve spor oluúturmazlar. Fakat hücre diziliúleri, oksijen ihtiyaçları, katalaz ve sitokrom oluúturmalarına göre iki gruba ayrılır. 1. grupta katalaz veya sitokromdan en az birini içeren gr (+) koklar bulunur. Staphylococcus, Micrococcus, Planococcus, Deinococcus ve Stomatococcus cinsi bu grubu meydana getirir. 2. grupta katalaz negatifler bulunur. Bu grup iki alt gruba bölünebilir: a- Fakültatif anaerobik veya mezofilik koklar: Streptococcus, Leuconostoc, Pediococcus, Aerococcus ve Gamella genusları bu gruptadır. b- Anaerobik koklar: Peptococcus, Peptostreptococcus, Ruminococcus, Coprococcus ve Sarcina’lardır. Stafilokoklar, Micrococcacae familyası içinde yer almaktadır. Bu familyada, gram pozitif, yuvarlak ve 0.5 – 3.0 µm çapında, düzgün ve ya düzensiz koloniler meydana getiren, nadiren hareketli olmasına karúın genellikle hareketsiz, hücre duvarlarındaki peptidoglikan’da bulunan diamino asitleri L-Lysine olan koklar bulunmaktadır. Aerobik 130 veya fakültatif anaerobik, kemoorganotrof koklardır. Bu familya, Micrococcus, Staphylococcus, Stomatococcus ve Planococcus genuslarından oluúur. Bu genusların DNA’larındaki G + C oranlarında (% 30 - 75 mol) ve hücre duvar yapılarında farklılıklar olmasına karúın; nükleik asit hibridizasyon deneyleri ve 16 S rRNA sıralarının incelenmesi sonucunda bu dört genus tek familyada toplanmıútır. 4.5.1 Staphylococcus genusunun özellikleri Hücreleri küresel, 0.5-1.5 µm çapında, tekli, çiftler, tetradlar veya karakteristik özelli÷i olan üzüm salkımı úeklinde olabilmektedir. Gram-pozitif ve hareketsizdirler. Hücre duvarı, peptidoglikan ve teikoikasit içerir. Peptidoglikanda diaminoasit veren L-lysine’ dir. Fakültatif anaerobturlar. Anaerobik tür olan S. saccharolyticus hariç, aerobik úartlar altında büyüme daha hızlı ve yo÷undur. Genellikle katalaz pozitiftir. Ço÷u strain, %10 NaCl varlı÷ında ve 18– 40˚ C arasında büyümektedir. Kemoorganotrofturlar; respiratör ve fermentatif metabolizma söz konusudur. Bazı türler ço÷unlukla respiratör iken, bazı türler fermentatiftir. menaquinonlar, Elektron transport sistemi (ETS), doymamıú sitokrom a ve b (S. caseolyticus ve S. sciuri’ de sitokrom c)’ den oluúmaktadır. Ço÷u türde karotenoid pigmenti bulunabilir. Anaerobik úartlar altında glukozdan D ve/veya L-laktik asit üretilir. Karbonhidratlar ve/veya aminoasitler, karbon ve enerji kayna÷ı olarak kullanılabilir. Aerobik olarak çeúitli karbonhidratlardan asit oluúturabilirler. Ço÷u tür için glukoz fermentasyonunda ana ürün laktik asittir, oksijen varlı÷ında ise ana ürünler asetik asit ve CO2’dir. 131 Besin ihtiyaçları de÷iúkendir. Aminoasitler ve B grubu vitaminler kesin olmak kaydı ile organik bir azot kayna÷ına ihtiyaç duyarlar. Bazı türler ise, temel azot kayna÷ı olarak (NH4)2SO4 kullanırlar. Sadece anaerobik büyüme gösteren türler, urasil ve/veya fermente edilebilir bir karbon kayna÷ına ihtiyaç duyabilir (Sneath et al.,1986). Stafilokok türleri fenotipik özellikleri ve DNA/DNA iliúkilerine göre 4 gruba ayrılır: 1. S. epidermidis grubu : S. epidermidis, S. capitis, S. warneri, S. haemolyticus, S. hominis ve S. saccharolyticus. 2. S. saprophyticus grubu: S. saprophyticus, S. cohnii ve S. xylosus. 3. S. simulans grubu: S. simulans ve S. carnosus. 4. S. sciuri grubu: S. sciuri ve S. lentus S. aureus, S. auricularis, S. intermedius, S. hycius ve S. caseolyticus bu grupların dıúında tutulurlar. Staphylococcus genusu içerisinde çok sayıda tür olmasına karúın sadece 17 tür insanda üretilebilmiútir. Stafilokoklar, insan ve hayvanlarda fırsatçı patojendirler ve insan vücudunun çeúitli yerlerinde kolonize olurlar. S. aureus, normal insanların, hastane personelinin veya hastanede tedavi gören hastaların % 70’inin burun mukozasına kolonize olurken, S. aureus’un kolonize olmadı÷ı kiúilerin % 90100’ünün burun mukozasında ise S. epidermidis bulunmaktadır. S. hominis ve S. haemolyticus, aksiler, inguinal ve perineal deride, S. capitis baú derisinde, S. auricularis dıú kulak yolu derisinde bulunur. S. saprophyticus özellikle üroepitelyal hücrelere yapıúma özelli÷inde oldu÷undan ürogenital mukozada bulunur (Sneath et al., 1986). 132 1. Staphylococcus aureus Hücreler yuvarlak, 0.5 - 1.0 µm çapında, tekli veya çiftler halinde olabilir. Koloniler, S tipinde; yuvarlak, düzgün kenarlı, parlak, kabarık, tam veya yarısaydamdır. Stafilokokların üremesi için kullanılan ve seçici olmayan ortamda (P Agar), tek kolonilerin çapı 6 – 8 mm olabilir. Altın sarısı renginde pigmente sahiptir. BPA üzerinde, lesitinaz aktivitesinden dolayı etrafı berrak bir zonla çevrilmiú, koloni çevresinde de beyaz ince bir kuúa÷a sahip (lipaz aktivitesi) 2-2.5 mm çapında siyah, parlak renkli yuvarlak, düzgün kenarlı koloniler úeklinde gözlenir. Atipik S. aureus suúlarında berrak zon bulunmayabilir. Fakültatif anaerobtur, fakat en iyi aerobik úartlarda ürer. Katalaz, aerobik olarak büyüyen hücreler tarafından üretilebilir. Bu katalaz, di÷er türlerinkinden immunolojik olarak farklıdır. Katalaz, respiratör mekanizması bulunmayabilir. Çeúitli yetersiz olan katalaz-negatif mutant türlerde strainler, hiç hastalık proseslerinden izole edilmiútir. Büyüme, % 10 NaCl konsantrasyonunda iyidir, % 15 NaCl konsantrasyonunda nadir olarak zayıftır. Ço÷u strain 10 – 45 ˚ C arasında büyüyebilirken optimum büyüme sıcaklı÷ı 37˚ C’ dir. pH aralı÷ı 4.2 ve 9.3 arasıdır (optimum pH 7.0 - 7.4). Glukoz, laktoz, maltoz ve mannitolden aerobik ve anaerobik olarak asit üretirler. Fruktoz, galaktoz, mannoz, riboz, sukroz, trehaloz, turanoz ve gliserolden aerobik olarak asit oluútururlar. Bir kaç strain laktoz, galaktoz, oluúturmazlar. turanoz Arabinoz, veya ksiloz, mannitolden ksilitol, saptanabilir melezitoz, asit sellobiyoz, gentiobiyoz, sorbitol, inositol, salisin, adonitol, dulsitol, arabitol, 133 eritritol, eritroz, rafinoz, mellibiyoz, fukoz, ramnoz, liksoz, sorboz veya dekstrinden asit oluúturmazlar. Eskulin ve niúasta genellikle hidrolize edilmez. Hyaluronik asit, hyaluronik asit liyaz (stafilokokal hyaluronidaz) tarafından hidrolize edilebilir. Uygun hücre duvarı glikanları (Örn; Micrococcus luteus hücre duvarları) endo-ȕ-N-acetylglucosaminidase (stafilokokal lizozim) tarafından parçalanabilir. Büyüme için, organik bir azot kayna÷ına ve B grubu vitaminlere ihtiyaç duyar. Nitratları sahip oldu÷u nitrat redüktaz enzimleri sayesinde redükte edebilir. Argininden arginin dihidrolaz yardımıyla amonyak oluútururken, üreyi de üreaz enzimi yardımıyla hidrolize eder. Ço÷u strain hemoglobin, fibrin, yumurta akı, kazein gibi hayvansal proteinleri ve jelatin gibi polipeptidleri hidrolize edebilir. Bazı strainler lesitinaz üretebilir. S. aureus’un yumurta sarısının rengini bu özelli÷i sayesinde açmasından faydalanılarak hazırlanan “Baird Parker Agar” bu türün tanılanmasında çok önemli bir yer tutmaktadır. Koagulaz hemen hemen tüm strainler tarafından üretilmektedir. Koagulazın saptanması, S. aureus’un rutin identifikasyonunda oldukça önemlidir, fakat ilave bazı karakterlerin de tespit edilmesi zorunludur, çünkü koagulaz pozitif di÷er türler (S. intermedius) veya koagulazı de÷iúken türler (S. hyicus)’den ayırt edilmesi gerekir. En az 4 farklı hemolizin enzimi üretilmektedir. Bunlar Į, ȕ, Ȗ, į hemolizinlerdir. Hemen hemen tüm strainler hemolizinlerin birini veya birkaçını bir arada içermektedir. ȕ hemolizin, daha çok hayvan orijinli strainler tarafından üretilmektedir. Ço÷u strain, besin zehirlenmelerine neden olan çeúitli enterotoksinler üretmektedir. S. aureus’un tanımlanmasında indikatör 134 olarak kullanılan bir di÷er özellik de ço÷u strainin içerdi÷i “ısıya dayanıklı stafilokokal nukleaz (DNase, TNase, thermonuclease, phosphodiesterase) enziminin bulunmasıdır. Bazı strainler, “stafilokokin” adı verilen antibiyotik benzeri maddeler de üretmektedir. S. aureus starinlerinin ayırt edilmesinde “faj tiplendirmesi” nin kullanımı oldukça yaygındır. DNA/DNA hibridizasyon çalıúmaları, insanlardan izole edilen S aureus strainleri ile çeúitli hayvan kaynaklarından izole edilen S. aureus strainlerinin çok yakın iliúkili (% 75’in üzerinde DNA homolojisi) oldu÷unu göstermiútir. Fenotipik karakterizasyonuna bakıldı÷ında, S. aureus strainleri, birbirinden kesinlikle farklı olan konukçu türlerde ( sı÷ırlar, domuzlar, yabani tavúan, kümes hayvanları, insanlar) yaúamaktadır. S. aureus’ un en önemli habitatı, nazal membran yapıları, deri ve mukoza, daha az miktarda da gastrointestinal sistem ve sıcakkanlı canlıların genital sistemleridir. Nazal taúıyıcılık oranı, uzun süreli hospitalizasyonda önemli miktarda artabilmektedir. S. aureus, oldukça yaygın infeksiyonlara neden olan potansiyel bir patojendir. Sebep oldu÷u majör infeksiyonlardan bazıları; deri ve mukoza infeksiyonları ( abse, sivilce, sakal ve kıl kökü iltihabı, kan çıbanı, dolama, ter bezi iltihabı, göz kapa÷ı iltihabı), bademcik infeksiyonları, farenjitler, anjinler ve peritonsiller abselerdir. Ayrıca deri döküntülü hastalık olarak toksik úok sendromuna, sepsis, endokardit, pnömoni, gıda zehirlenmesi ve enteritlere neden olmaktadır (Sneath et al, 1986). 2. Staphylococcus epidermidis Kültürlerinde ve infeksiyon materyalinden yapılan direkt preparatlarda, dörtlü, ikili ve düzensiz gruplar halinde veya tek tek 135 koklar halinde görülür. Kanlı agar’da kirli beyaz renkte ve S. aureus’a göre daha küçük, konveks, düz ya da granüllü yüzeye sahip koloniler oluúturur. Bazıları sarı ya da turuncu pigmentli olabilir. % 7.5 NaCl’lü ortamda iyi üremekle beraber % 10 NaCl’de üremesi güçleúir. Novobiocin’e (Mic 2 mg/ml) duyarlıdır. S. aureus’tan koagulaz negatif olması, mannitole etki etmemesi ve alfatoksin üretmemesi özellikleri ile ayrılır. Deri ve üst solunum yolları mukozasında bulunur. Fırsatçı patojen olan S. epidermidis, yumuúak dokuların abselerinden, yaralarından, pnömoni, artrit, menenjit, ampiyem, sepsis, endokardit, konjonktivit, sistit gibi infeksiyonlardan izole edilmiútir (Anonim, 1). 3. Staphylococcus xylosus ønsan ve hayvan derisinde kommensal olarak yaúayan toprakta, suda ve di÷er çevresel kaynaklarda bulunabilen koagulaz-negatif stafilokok türlerinden biridir. Fırsatçı bir infeksiyon etkeni olarak tanımlanmaktadır. S. saprophyticus’la ortak olarak novobiyosine direçlidir. Biyokimyasal olarak oldukça aktif bir türdür; karbonhidratların büyük bir kısmından asit oluúturabilmektedir. En çok izole edildi÷i infeksiyonlar, nazal dermatit, piyelonefrittir (Sneath et al., 1986). 4. Staphylococcus lugdunensis Staphylococcus genusunun bir üyesidir ve ilk defa 1988 yılında endokardit, septisemi ve osteomiyolit gibi çeúitli infeksiyonların etkeni olarak kaydedilmiútir. Staphylococcus genusunun bir üyesidir ve insan derisinde komensal olarak bulunan bir türdür. Kok úeklindeki hücreler genellikle kümeler halinde bulunur. 136 S. lugdunensis, geçmiúte S. aureus, S. hominis ve di÷er türlerle karıútırılmıú ve yanlıú tanımlamalar yapılmıútır. En belirgin özelli÷i S. aureus gibi koagulaz enzimine sahip olmasıdır fakat S. lugdunensis’in salgıladı÷ı koagulaz, S. aureus’unki gibi “serbest koagulaz” de÷il, hücreye ba÷lı olarak salgılanan “ba÷lı koagulaz” enzimidir. Bu yüzden laboratuar testlerinde, lam testiyle yapılan ba÷lı koagulaz testi pozitif sonuç verirken, tüpteki koagulaz testi (serbest koagulaz) negatiftir. Staphylococcus genusunun di÷er üyelerinin ço÷unun tersine, S. lugdunensis, ornitin dekarboksilasyonu yapabildi÷i için kesin tanımlanması daha kolay bir türdür, çünkü çok az stafilokok türü bu özelli÷e sahiptir. S. lugdunensis kolonileri genellikle hemolitik, yapıúkan, sarı veya krem renginde ve 48 saat inkübasyondan sonra yaklaúık 2-4 mm çapında koloniler oluúturur. Genellikle karakteristik bir kokuya da sahiptir (Anonim, 4). 5. Staphylococcus haemolyticus Hücreler genellikle çiftler veya dörtlü gruplar úeklindedir. Koagulaz üretimi yoktur aureus’un ancak klasik hemolizinler mevcuttur. hemoliz enzimleriyle Hemolizinleri tamamen S. aynı de÷ildir. Hemolitik aktivite, S. aureus kadar güçlü ve hızlı de÷ildir. Birbirine yakın strainler novobiosine (Mic 2 mg/ml) duyarlıdır. Genellikle insan derisinde bulunur. Çeúitli kutanöz hücrelerde, nasal membran yapısında, aksillerde, kollar ve bacaklarda az miktarda da olsa izole edilmiútir. Septisemi, konjonktivit, idrar yolu ve yara infeksiyonlarından izole edilmiútir. Bu infeksiyonları yapan KNS içinde S. haemolyticus’un oranı % 15’dir (Sneath et al., 1986). 137 6. Staphylococcus warneri Kümeler halinde kok hücreler úeklinde bulunan, insan ve hayvan derisinde kommensal olarak yaúayan bir stafilokok türüdür. Koagulaz negatif bir stafilokoktur ve infeksiyonlardan nadiren izole edilmiútir. Genellikle immün sistemi baskılanmıú kiúilerde infeksiyonlara sebep olabilir. Son yapılan çalıúmalarda, aslında S. warneri’nin sebep oldu÷u çeúitli infeksiyonların etkeninin S. ludgudensis olarak yanlıú tanımlanmıú olabilece÷i olasılı÷ı vardır. Kolonileri, genellikle bej, krem veya sarı renkte ve 48 saat inkübasyondan sonra da 2-4 mm çapındadır. 6. Staphylococcus sciuri grubu S. sciuri grubu; Staphylococcus sciuri subsp. carnaticus, Staphylococcus sciuri subsp. rodentium, Staphylococcus sciuri subsp. sciuri, Staphylococcus lentus, and Staphylococcus vitulinus’ dan oluúmaktadır ve bu grubun üyeleri do÷ada yaygın olarak bulunmaktadır. Özellikle çiftlik hayvanları, evcil hayvanlar ve vahúi hayvanlarda bulundu÷u gibi, çeúitli hayvansal gıdalarda da bulunabilmektedirler (Kloos et al.,1997). Prensip olarak hayvanlarda bulunmasına ra÷men bu grup üyeleri, insanda da kolonize olabilmektedir. S. sciuri grubunun, klinik örneklerden izole edilen tüm koagulaz negatif stafilokokların % 0,79 4,3 ‘ünü teúkil etti÷i tahmin edilmektedir (Stepanovic et al, 2003). S. sciuri grubu üyeleri, endokardit, peritonit, septik úok, üriner sistem infeksiyonları, endoftalmit, iltihaplı pelvik hastalı÷ı ve cerrahi yara infeksiyonlarının bir ço÷u gibi çeúitli infeksiyonlardan izole edilmiútir. 138 7. Staphylococcus saprophyticus Aerobik koúullarda üremeyi seven, koagulaz negatif ve novobiosine dirençli bir mikroorganizmadır. Dıúkı, üretra, serviksde normal bir flora elemanı olarak bulunur. Fırsatçı patojen olarak, idrar yolu ve prostat infeksiyonlarından izole edilmiútir. S. saprophyticus ve S. epidermidis, üriner sistem infeksiyonlarından izole edilen en baskın koagulaz-negatif stafilokok türleridir (Sneath et al., 1986). 4.5.2 Enterococcus Genusunun Özellikleri Günümüzden 100 yıl önce, Andrews ve Holder dıúkıdan izole ettikleri, mannitol ve laktozu asit oluúturarak fermente eden, rafinozu kullanmayan gram pozitif koklara Streptococcus faecalis adını vermiúlerdir. 1940’ lı yıllarda karbonhidrat fermantasyon reaksiyonları farklı ikinci bir fekal bakteri cinsi tanımlanmıú ve Streptococcus faecium olarak adlandırılmıútır (Gültekin,2004). Enterokoklar 1984 yılına kadar Lancefield sınıflamasında D grubu streptokoklara dahil edilmiú, bu yıldan sonra Kilpper - Balz tarafından yapılan genetik çalıúmalar sonucunda Streptococcus faecalis ve Streptococcus faecium suúlarının bu genusun di÷er üyelerinden ayrı bir genus olarak ele alınması gerekti÷i anlaúılmıútır. O zamandan beri, bu genusa “Enterococcus” denilmektedir (Murray,1990; Schleifer and Klipper,1987). Enterokoklar tekli, ikili ya da kısa zincirler halinde bulunan gram pozitif koklardır. Fakültatif anaerop olup optimal üreme sıcaklı÷ı 35 °C’dir. Birçok köken +10 °C ile +45°C arasında üreyebilir. Bütün kökenler %6.5 NaCl içeren sıvı besiyerinde ürer ve %40 safra tuzlu 139 besiyerinde eskulini hidrolize eder. Bazı türler hareketlidir. E. cecorum, E.columbiae ve E. saccharolyticus dıúındaki türler pirolidonil-ȕ-naftilamidi (PYR), tüm kökenler losin-ȕ-naftilamidi (LAP) hidrolize eder. Sitokrom enzimleri yoktur ve glukozdan gaz yapmazlar. Elveriúsiz çevre úartlarında sürdürmeye izin veren do÷aları, üremeye ve canlılıklarını bu bakterilerin hemen her yerde bulunmalarına neden olur. Toprakta, suda, bitkilerde, besinlerde, çeúitli cins hayvanlarda, kuúlarda ve böceklerde bulunabilirler. Di÷er hayvanlarda oldu÷u gibi enterokoklar, insanlarda da gastrointestinal flora (1 g dıúkıda 105 ila 107 organizma) ile kadın genital florasının üyesidirler ( Greene et al, 1962). 1. Enterococcus faecalis Gastrointestinal flora üyesidir. A÷ız, hapatobiliyer sistem ve vajinadan da izole edilmiútir. ønsan kaynaklı infeksiyonlardan en sık sorumlu tutulan türdür. Ayrıca çeúitli hayvanlarda da bulunur. Üriner infeksiyon ayrıca yara, periton sıvısı, derin pelvik apse, endokardit ve kan kültürlerinden izole edilmiútir. Beta hemolitiktir. %6,5’luk NaCl ve pH 9,6 da ürer. 2. Enterococcus faecium ønsan ve sı÷ırların gastrointestinal sisteminde bulunur. Yiyecek, sebze ve yemlerden de izole edilmiútir. øki biyotipi vardır. E.faecalis’e göre antimikrobiyallere daha dirençlidir. Alfa hemolitiktir. %6,5’luk NaCl ve pH 9,6 da ürer. Enterokoklar, çevre úartlarına son derece dayanıklı bakterilerdir. 60 °C’de 30 dakika ısıtılmaya dayanırlar. Geniú bir pH spektrumunda üreyebilirler. E. faecalis’in safra tuzları ile deterjanların 140 letal duzeylerine adapte oldukları gösterilmiútir. Uygun olmayan temizlik (dekontaminasyon ve dezenfeksiyon) rejimlerinde canlılıklarını sürdürebilirler, bu da özellikle hastane ortamında kalıcı olmalarını sa÷lar (Gültekin, 2004). Son yıllarda önemli hastane infeksiyonlarının etkenleri arasında yer alan enterokoklar, özellikle çeúitli nedenlerle immün sistemi baskılanmıú veya hematolojik maligniteli hastalar ile intravasküler katater veya protez uygulanan hastalardan sıklıkla izole edilmeye baúlamıútır. Bircok epidemiyolojik çalıúma, enterokokların hastane ortamında insandan insana, sa÷lık çalıúanlarının elleri aracılı÷ı ile veya kontamine araç gereç ile yayıldı÷ını göstermiútir (Montecalvo et al., 1994). Agregasyon maddesi, sitolizin, superoksid yapımı, lipoteik asit, jelatinaz gibi virulans faktörleri vardır, ancak yine de düúük virulanslı mikroorganizmalardır (Gültekin, 2004). Enterokokların faktörler hakkındaki epidemiyolojik insanda bilgiler çalıúmalarla patojenitelerine kısıtlıdır. enterokokal Ancak katkıda yine bekteriyemili bulunan de yapılan hastalarda mortalitenin %31-37 arasında oldu÷u gösterilmiútir. Buna ra÷men enterokoklar intrinsik olarak S.aureus gibi virulan bakteriler de÷illerdir. Orofarinkse kolonize oldukları halde nadiren alt solunum yolu infeksiyonu yaparlar. Ço÷u enterokokta da klasik virulans faktörleri yoktur. øntrinsik antimikrobik dirençleri, antibiyotik tedavisi altındaki hastalarda yaúamalarına ve ço÷almalarına izin verir. Bu sebeple geniú spektrumlu antibiyotik kullanan hastalarda süperinfeksiyonlara yol açarlar. Enterokoklar kalp kapakçıkları ve renal epitel hücrelerine yapıúabilme özelliklerinden dolayı, endokarditve üriner sistem infeksiyonları yaparlar. Agregasyon substansı denilen ve plazmidle 141 kodlanan bir protein, mikroorganizmanın kümeleúmesine ve böylece plazmid aktarımının artmasına yol açtı÷ı gibi, deneysel endokardit modellerinde kardiyak vejetasyonlara ve renal-intestinal epitele adheransta rol oynadı÷ı sanılmaktadır (Moellering,2000). Yine bir çok araútırmacı özellikle E.faecalis ve bazı E.faecium suúları tarafından salınan insan, tavúan, sı÷ır ve at eritrositlerine karúı hemolizi aktive eden plazmid aracılı hemolizinlerin virulansta önemli rolü oldu÷unu öne sürmüútür. Yine bu hemolizinlerin deneysel infeksiyon modellerinde letalite ve toksisiteyi arttırdı÷ı ve nozokomiyal bakteriyemi sonrasi ani ölüm riskini 5 kat artırdı÷ı gösterilmiútir (Koneman et al, 1997). Neden oldukları baúlıca infeksiyonlar bakteriyemi, cerrahi yara infeksiyonu, üriner infeksiyon ve endokardittir (Gültekin, 2004). Günümüzde enterokoklar bölgeden bölgeye de÷iúmekle birlikte hastanede yatan hastalar arasında sık görülen patojenler arasında ücüncü sıraya yükselmiútir. Nozokomiyal infeksiyonların yaklaúık %12’sinden sorumludur. Kan kültürlerinden izole edilen enterokokların %69.9’u gerçek bakteriyemi etkeni, bunların da %79.9’u nozokomiyaldir. Bakteriyemi kayna÷ı genellikle genitoüriner sistem veya kontamine intravenoz gereçlerdir. Enterokok infeksiyonlarında mortalite %13.1’dir (øncecik, 2002). Türler arasında nozokomiyal infeksiyona en sık neden olan E. faecalis’tir (%85-89). E. faecium ise infeksiyonların yaklaúık %1015’inden sorumludur. Di÷er türler (E. durans, E.gallinarum ve E.casseliflavus) daha nadir görülür (<%5). Son zamanlarda özellikle kan kulturu izolatlarında, E.faecalis’in E.faecium’a 3,7:1 olan oran 1,9:1’e düúmüútür (Edwards, 2000). 142 E. faecalis ve E. faecium hastaların yaúamını en fazla tehdit eden türlerdir ve antibiyotik direnci özellikle bu türler arasında problem oluúturmaktadır. Amerika Birleúik Devletleri ve Avrupa’da bircok merkezde nozokomiyal E. faecium izolatlarının %50’si vankomisine dirençli bulunmaktadır. Bu kökenlerin büyük bir ço÷unlu÷u enterokok infeksiyonlarının tedavisinde kullanılabilecek ço÷u antibiyoti÷e de dirençlidir (Gültekin, 2004). 4.5.3 Aerococcus genusunun özellikleri Aerococcus genusunun üyeleri 1.0-2.0 µm çapında koklardır ve dörtlü gruplar oluútururlar. Gram pozitif ve mikroaerofildirler. Katalaz negatif olup kanlı agarda alfa hemoliz Aerococcus viridans 1’dir ve yaparlar. Bilinen tek türü genellikle saprofit bir bakteridir. Bazı endokardit vakalarından ve hastane ortamından izole edilmiútir (Anonim,1) 4.5.4 Pseudomonas aeruginosa’nın özellikleri Ço÷u toprak ve suda bulunur. Glikozu oksidasyon yoluyla parçalayan fakat fermentasyon yapmayan bakterilerdir. ønsanda patojen olan bu bakteriler, gram (-), katalaz (+), sitrat (+), metil kırmızısı (-), Voges Proskauer (-), aerobik, polar flagellası (0.5*1.5-3 mikron boyutlarında) ile hareket edebilen çubuk úekilli bakterilerdir. Genellikle tek hücreler halinde görünürler, fakat bazen üreme esnasında, birkaç hücrenin bitiúik kalarak kısa zincirler teúkil ettikleri görülür. Genç kültürler, üzerinde büyüyebildi÷i ortamlarda genellikle mavi-yeúil bir pigment çıkarır. Kültür yaúlandıkça bu renkler 143 kahverengine döner. Proteolitik ve lipolitik aktivite göstermektedirler. Aerobik olmaları nedeni ile gıdaların yüzeyinde hızlı geliúebilmeleri sonucu okside ürünler ve mukoz madde oluútururlar. Kendi geliúmeleri için gerekli geliúme faktörleri ve vitaminleri sentezleme yetene÷indedirler (Anonim, 2). Di÷er Pseudomonaslar gibi Pseudomonas aeruginosa da piyosiyanin (mavi-yeúil), piyorubin (kırmızı-kahverengi) ve flöressein (yeúil-sarı ve flöresan) gibi pigmentler üretir. Flöresseini tüm Pseudomonaslar oluúturabilirken; piyosiyanini sadece Pseudomonas aeruginosa oluúturabilir. Pseudomonas spp.’nin pigment üretimlerini arttırmak için Pseudomonas agar P ve F gibi özel besiyerleri geliútirilmiútir. Bazı ortak ortamlara cetrimide ilave edilerek pigment üretimi uyarılabilir (Sneath et al., 1986). Hemoglobini tam olarak hemoliz etti÷inden kanlı agar besiyerindeki kolonilerin etrafında temiz ve berrak zon oluúturur. Pseudomonas aeruginosa, in-vitro koúullarda, inci beyazı koloni görüntüsü ve üzümsü kokusuyla tanınır. Organizmanın kesin tanısı 42 °C’de üreme yetisinin ve pigment üretiminin incelenmesiyle konur. Kurumaya dirençlilikleri zayıftır. Pseudomonas aeruginosa motorin ve karosen içinde büyüyebilir. Süt içinde de iyi ürer, sütün pıhtılaúmasında ve çıkardı÷ı pigmentten dolayı sütün yeúil renk almasına neden olur. Bu özelli÷i sayesinde “hidrokarbon kullanan bakteriler (HUM)“ ünvanını kazanmıútır. HUM bakterileri mikrobiyal korozyona sebep olurlar. HUM bakterileri, hidrokarbon bazlı yakıtların üzerinde bazen yanlıúlıkla “algae“ olarak adlandırılan, koyu yeúil ve jölemsi katmanlar oluútururlar. Kanlı agarda hemoliz yaparlar. Kanlı agarda üreyen klinik izolatlar, sıklıkla beta hemolitiktirler.Jelatin ve 144 koagule plazmayı eriterek parçalarlar. Glikozu oksidatif yolla parçalayıp asit yaparlar. Laktoz ve sakkarozu kullanamazlar. Oksidaz (+) olmaları ile Enterebacteriaceae familyası üyelerinden ayrılırlar. Asetamini deamine ederek amonyak oluútururlar. Niúastayı etkilemezler. Katalaz ve sitrat reaksiyonları (+) tir. øndol ve hidrojensülfür oluúturmazlar, L-arjinin dihidrolaz oluútururken, lisin dekarboksilaz ve ornitin dekarboksilaz oluúturmazlar. Metil kırmızısı ve Voges-Proskauer testlerine negatif sonuç verirler. Nitratı nitrite redükte ederler. Potasyum siyanüre dirençlidirler. P.aeruginosa, P.fluorescens’ den ayrı olarak metilen mavisini ve prontosilin rengini giderir (Anonim, 2) P. aeruginosa özellikle, ba÷ıúıklık yetersizli÷i olan hastalarda solunum ve idrar yollarının, yanıkların ve açık yaraların fırsatçı patojenidir. Aynı zamanda kanda da infeksiyonlar yapabilir. Nozokomial infeksiyonların %10’u P. aeruginosa sebebiyledir. Kistik fibrozis hastaları, P. aeruginosa infeksiyonlarına özellikle yatkındırlar. P. aeruginosa kirli küvet ve jakuziler gibi su kalitesinin düúük oldu÷u durumlarda, maruz kalındı÷ında dermatite sebep olabilir. P. aeruginosa piperacillin, imipenem, tobramisin ve siprofloksasin gibi antibiyotiklerle tedavi edilebilir. Penisilin ve di÷er Beta Laktam antibiyotiklerine karúı do÷al olarak dayanıklıdır (Anonim, 2). 145 5. SONUÇ - TARTIùMA Nozokomiyal infeksiyonlar, tüm ülkelerde oldu÷u gibi ülkemizde de oldukça önemli bir sa÷lık sorunudur. Hastanede yatıú esnasında veya taburcu olduktan hemen sonra ortaya çıkan bu sekonder infeksiyonlar mortalite ve morbiditede oldukça büyük bir artıúa neden olmaktadır. Sadece A.B.D’de yılda 2 milyon kiúi nozokomiyal infeksiyona yakalanmaktadır (øncecik,2002). Nozokomiyal infeksiyonlara neden olan patojenler, daha önce de belirtti÷imiz gibi, tıbbi müdahaleler esnasında kullanılan kontamine aletler, sa÷lık personelinin elleri, yiyecekler, su ve ya hava yoluyla vb. taúınır ve hastada kolonize olur, hastanın immun sisteminin zayıf düútü÷ü uygun bir anda da infeksiyona neden olur. En sık karúılaúılan bulaúma yolu, personel veya tıbbi aletlerle direkt temas iledir. Hava yolu ile bulaúma, özellikle protez operasyonlarında ve uzun süreli entübasyona maruz kalan hastalarda daha sık karúılaúılan bir durumdur. Mikroorganizmalar cansız yüzeylerde uzun süre canlılıklarını sürdürebilmekte (Kramer et al, 2006), havada da partiküllere tutunmuú halde uzun süre bulunabilmektedirler. Havada asılı olarak bulunan damlacıklar, cilt döküntüleri, tozlar vb. partiküllere tutunarak canlılı÷ını sürdüren pek çok bakteri , fungus ve ya virüs, solunum yoluyla taúınıp hastaların özellikle solunum sistemine yerleúip çeúitli infeksiyonlara sebep olmaktadır. Mortalite ve morbiditenin en yüksek oldu÷u nozokomiyal infeksiyonlar, özellikle yo÷un bakım ünitelerinde ortaya çıkmaktadır ve ømmün sistemi baskılanmıú, yo÷un antibiyotik tedavisi altındaki hastalar buradaki baúlıca risk grubudur. Yo÷un bakım ünitelerinde 146 antibiyotiklere direnç geliútirmiú kökenlerle daha sık karúılaúılması da tedaviyi güçleútiren ve maliyeti arttıran en önemli etkenlerden biridir. Ameliyat sırasında yapılan ölçümler, ameliyat ekibinin bulundu÷u ortamın en yüksek partikül konsantrasyonuna sahip oldu÷unu göstermektedir. Ameliyathanelerde partikül ve mikroorganizmaları tamamen yok etmek mümkün de÷ildir. Fakat partikül ve mikroorganizma sayısını düúürmek mümkündür. Bu da ancak, ameliyathaneye partikül ve mikroorganizmalardan arındırılmıú havanın verilmesi ve ameliyathane içindeki partikül konsantrasyonu yüksek olan havanın ortamdan uzaklaútırılması ile mümkün olmaktadır. Bu da ameliyathanelerdeki havalandırmanın önemini göstermektedir (Mobedi, 2003). Özellikle yo÷un bakım üniteleri ve ameliyathaneler gibi steril alanlarda havanın mikroorganizma konsantrasyonunun belirli bir seviyenin altında tutulması gerekir. Bunu sa÷layan da , havalandırma sistemleri, laminar hava akım üniteleri, hepa filtreler ve UV lambalarıdır. Çalıúmamızda hava örne÷i alınan her iki hastanenin de ameliyathane bölümlerinde, bu sistemler bulunmaktadır ve aktif olarak çalıúmaktadır. Hastanelerdeki, ameliyathane salonları, yo÷un bakım üniteleri ve post operatif odalar gibi 1. sınıf ortamlardaki havanın toplam partikül konsantrasyonu ile ilgili olarak ülkemizde esas alınan standart “ISO 14644-1” uluslar arası standardına göre hazırlanmıú olan “TS 11605 EN ISO 14644-1” standardıdır ve bu standarda göre ISO 5 sınıfında de÷erlendirilen ameliyathane bölümlerinde, m3’de bulunması gereken maximum partikül adedi 3.520 olarak belirtilmiútir (Çizelge 2.4). Ancak ameliyathane bölümlerindeki havada bulunması gereken mikroorganizma konsantrasyonu ile ilgili bir standart olmamasına 147 ra÷men, bununla ilgili yapılan bazı çalıúmalar ve öneriler vardır. Air Microbe Index’e göre , transplantasyon odaları gibi çok riskli bölgelerde canlı mikroorganizma miktarı 1 m3 havada 10 cfu’dan az olması önerilirken, ameliyathaneler ve yo÷un bakım ünitelerinde 70 cfu’dan az, hasta servis odaları ve di÷er odalarda ise 300-400 cfu arasında olması önerilmektedir (Cucchiara et al., 1994). Çalıúmamızda, dezenfeksiyon öncesi hava örne÷i alınan, 1 nolu hastanenin ameliyathane bölümlerindeki ortalama mikroorganizma miktarı 22.33 cfu/m3 iken, dezenfeksiyon sonrası 18 cfu/m3 bulunmuútur. 2 nolu hastanede ise dezenfeksiyon öncesi ortalama 12 cfu/m3 olan de÷er, dezenfeksiyon sonrası 29 cfu/m3 olarak sayılmıútır. Sonuçlardan da anlaúılaca÷ı gibi örnek alınan hastanelerin her ikisinin de ameliyathane havasındaki toplam mikroorganizma yükü, Air Microbe Index’e göre de÷erlendirildi÷inde, tehlike teúkil edecek boyutlarda olmadı÷ı görülmüútür. Ayrıca 2 nolu hastanenin dezenfeksiyon öncesi ölçümleri dezenfeksiyon sonrası daha düúük bulunurken, 1 nolu hastanede tam tersi bir durum söz konusu olmuútur. Buradaki toplam canlı sayılarının ortalamasını etkileyen örnekleme 1. ay örneklemesidir. Çünkü 1 nolu hastanede, 1. ay örneklemede, ameliyathane bölümlerinden alınan hava örneklerindeki canlı sayısı, dezenfeksiyondan önce ve sonra olmak üzere sırasıyla, 1. salonda 10 cfu/m3 – 70 cfu/m3, 2. salonda 10 cfu/m3 – 135 cfu/m3, 3. salonda 25 cfu/m3 – 30 cfu/m3, ameliyathane koridorunda 15 cfu/m3 – 100 cfu/m3, post- operatif odada ise 5 cfu/m3 – 0 cfu/m3 olarak ölçülmüútür. Ortalamasına bakılacak olursa da; canlı sayısı dezenfeksiyon öncesi 13 cfu/m3 iken dezenfeksiyondan sonra 67 cfu/m3’ye yükselmiútir. Bunun sebebi araútırıldı÷ında, dezenfeksiyondan önce yapılan örneklemede aktif olarak çalıúan 148 havalandırma sistemi ve hepafiltrelerin hafta sonu kapatıldı÷ı ö÷renilmiú, dolayısıyla da dezenfeksiyon sonrası yapılan örneklemede havadaki ortalama mikroorganizma yükünde 5 kat artıú olmuútur. 1 nolu hastanenin ameliyathane bölümlerinin toplam canlı sayısı 0 -135 cfu/m3 arasında ölçülen 1. ay örneklemesinden sonra, durmaksızın çalıútırılan hepafiltreler sayesinde, 2. ve 3. ay örneklemelerindeki toplam canlı sayısı 0-55 cfu/m3 ‘e düúmüútür. Bu çalıúmanın amaçlarından biri de hastanenin steril alanlarında yapılan yüzey ve hava dezenfeksiyon iúlemlerinin, havadaki mikroorganizma yüküne etkisinin olup olmadı÷ını görebilmek olmuútur. Ameliyathane bölümlerinde yapılan yüzey ve yer dezenfeksiyonlarını, havanın kontaminasyonu açısından düúünecek olursak, havaya karıúabilecek toz partiküllerinin azaltılması açısından önemli oldu÷unu kabul etmek gerekir. Bu sebeple bu çalıúmada , dezenfeksiyon iúlemleri, havanın mikrobiyal yükünü etkileyebilecek bir kriter olarak de÷erlendirilmiú ve hastanenin sadece ameliyathane bölümlerinden, haftalık rutin olarak yapılan dezenfeksiyondan 1 gün önce ve 1 gün de sonra olmak üzere ayda 2 kez hava örnekleri alınmıútır. Her iki hastanede de haftalık dezenfeksiyon için izlenen prosedür benzerdir ve her vaka sonrası ameliyathane salonundaki atıkların toplanması, yerlerin 1 nolu hastanede hippoklorik asit ile 2 nolu hastanede ise klor tabletle hazırlanmıú solusyonla silinmesi, haftalık rutin olarak ameliyat masası, ameliyat lambası gibi yüzeylerin çeúitli dezenfektanlarla silinmesi gibi prosedürleri içermektedir. Havanın dezenfeksiyonuna yönelik 2 nolu hastanede havalandırma sistemi ve elemanları dıúında bir uygulama bulunmazken, 1 nolu hastanede yüzey dezenfeksiyonunun yanı sıra hava dezenfeksiyonu da uygulanmaktadır. Bunun için her hafta sonu genel 149 dezenfeksiyondan sonra, havalandırmalar kapatılıp, (C. tesi günleri) içeri÷i “didecyl di methylammoniumhlorid” olan bir dezenfektan, buhar úeklinde ortama verilmekte, daha sonra tüm ameliyathane bölümleri tamamen kapalı olarak 2 saat süresince buharın etkisinde bekletilmekte ve 2 saat sonunda tekrar havalandırma sistemi çalıútırılmaktadır. Buna ra÷men daha önce belirtildi÷i gibi 1. ay örneklemesinde, filtrelerin çalıúmadı÷ı hafta sonu , rutin olarak bu hava dezenfektanı uygulanmıú, ancak filtreler olmaksızın tek baúına etkinli÷inin yeterli olmadı÷ı görülmüútür. Buradan da anlaúıldı÷ı üzere, ameliyathaneler vb. steril alanlarda, havanın mikrobiyolojik kontrolünü sa÷layan en önemli kriter, etkin ve kesintisiz bir úekilde çalıúan havalandırma elemanlarıdır. sistemi ve Dezenfeksiyon öncesi ortalama canlı sayısı 22,33 (+-20,6) cfu/mölçülen 2 nolu hastanenin ise, dezenfeksiyon sonrası toplam canlı sayısı 18,0 (+-19,98) cfu/m olarak ölçülmüútür. Herhangi bir kimyasal madde ile hava dezenfeksiyonu yapılmamasına ra÷men, hafta sonu ölçümlerinde, havanın mikrobiyal yükündeki bu azalma, havalandırma sistelerinin kesintisiz bir úekilde çalıúmasının yanısıra, dezenfeksiyon öncesi ölçümler hafta içi yapılırken, dezenfeksiyon sonrası ölçümlerin hafta sonu yapılması nedeniyle mikroorganizma konsantrasyonunun, yapılan operasyon dolayısıyla da insan trafi÷iyle orantılı olarak, hafta sonu daha düúük olmasına ba÷lanmıútır. 1 nolu hastanede de benzer úekilde, dezenfeksiyon sonrası ölçümler dezenfeksiyon öncesine göre (1. ay örneklemesi hariç) anlamlı olarak düúük bulunmuútur, Ancak bu düúüúün de yine aynı úekilde hafta içi-hafta sonu hasta yo÷unlu÷u arasındaki farka ba÷lı olabilece÷i düúünülmektedir. Sonuç olarak; her iki hastanede de dezenfeksiyonun etkinli÷ini ve hava kalitesi üzerine etkisini ölçmek için daha kapsamlı bir araútırmaya ihtiyaç vardır. 150 Ritter et al. (1975) ’ın 7 ameliyathane salonu ve bir ameliyathane koridorunda yaptıkları ölçümlerde; ameliyathane salonlarının boú ve kapısının kapalı oldu÷u durumlarda ameliyathane salonundaki havanın ortalama bakteri sayısı 13 cfu/m3, insanların kapının dıúında yani koridorda oldu÷u fakat kapının açık tutuldu÷u durumdaki bakteri sayısı 24,8 cfu/m3, 5 personelin de içeriye girdi÷i durumdaki bakteri sayısının ise 447,3 cfu/m3 oldu÷u görülmüútür. Ameliyathane bölümlerindeki havanın bakteriyel kontaminasyonunda insanlar, en önemli kaynaktır. Çalıúmamızda yapılan tüm ölçümlerde ameliyathane salonlarında (örnekleyici hariç) 0-1 kiúi bulunmuú, örnekleme yapılırken ameliyathane salonlarının kapısı daima kapalı tutulmuútur. Buna göre de÷erlendirildi÷inde, Ritter et al (1975) ’ın çalıúmasında elde ettikleri ameliyathane verileriyle çalıúmamızdaki veriler parelellik göstermektedir denebilir. Ameliyathane bölümlerinin mikrobiyal kontrolünde en önemli faktörlerin laminar hava akım üniteleri ve UV lambaları oldu÷u saptanmıútır. Öyle ki; ameliyathanedeki laminar hava akım ünitelerinin ve UV lambalarının yara üzerindeki hava kaynaklı bakterileri % 90’dan fazla, ameliyathane havasındaki bakterileri de % 60’dan fazla azalttı÷ı görülmüútür. Yara kontaminasyonlarındaki birinci etkenin yara üzerine düúen kontaminantlar, ikinci etkenin de kontamine ekipmanlar ile personelin elleri oldu÷u düúünülürse, ameliyathanede nozokomiyal enfeksiyonlarla karúı karúıya kalmamak için, içerideki personel sayısının azaltılması, operasyon süresinin kısa tutulması ve özellikle havadaki bakteriyel konsantrasyonun bu tip kontrol üniteleriyle azaltılması oldukça önemlidir (Ritter,1999). Fumio (2003)’ nun 2 ayrı hastanede yapmıú oldu÷u hava örneklemelerinde, havadaki bakteri yükü ile ortamdaki insan 151 populasyonu arasında oldukça yüksek bir korelasyon oldu÷u tespit edilmiútir ve dolayısıyla hava kaynaklı bakteri yo÷unlu÷unun en fazla bekleme salonlarında oldu÷u görülmüútür. Çalıúmamızdaki ölçümler esnasında, ameliyathane bölümlerindeki kiúi sayısı 0-3 arasında de÷iúmiútir. 1 nolu hastanede, 3. ay örneklemede, yeni sona ermiú bir operasyonun ardından, örnekleme yapılan bir ameliyathane salonunda, 60 cfu/m3 olarak ölçülen mikroorganizma yükü, aynı úartlar altında (ısı, nem, basınç, filtrelerin çalıúma durumu) olan fakat örnekleme esnasında ve öncesinde boú olan di÷er salonda 5 cfu/m3 olarak ölçülmüútür. Buradaki en önemli fark insan trafi÷idir. Aygen (2004)’in de belirtti÷i gibi havada uçuúan bakterilerin en önemli kayna÷ı operasyon odasındaki personelin cilt florasıdır ve havadaki bakteri sayısı, odada hareket eden insan sayısı ile orantılıdır. Dolayısıyla personelin ameliyathanede giydi÷i giysilerin mümkün olan ölçüde cilt döküntülerine izin vermeyecek úekilde olması ve maskebone kullanımının ihmal edilmemesi gerekmektedir. Dolayısıyla her ne kadar yüzey dezenfeksiyonu da yapılsa, havada mikroorganizma yükünün en fazla oldu÷u anlar, filtrelerin ve havalandırma sisteminin çalıúmadı÷ı ve insan trafi÷inin de en yo÷un oldu÷u anlardır. Bu insan trafi÷inden daha az etkilenmenin bir yolu da ameliyat odalarının kapısının kapalı tutulmasıdır. Yapılan çalıúmalar kapısı kapalı 2 ameliyat odalarında m ’ye düúen koloni oluúumunun kapısı açık ameliyat odalarından anlamlı olarak daha düúük oldu÷unu göstermiútir (Aygen, 2004). Hasta yataklı servis odalarında durum yine insan faktörüne ba÷lı olarak parelellik göstermiútir. Örnekleme yapıldı÷ı esnada, odanın içerisinde bulunan hasta ve ziyaretçi sayısı, odanın havalandırılmıú olması gibi etkenler havadaki mikroorganizma yo÷unlu÷unu oldukça etkilemiútir. 1 nolu hastanenin hasta odalarında, 152 3 ay süresince yapılan hava örneklemelerindeki ortalama canlı sayısı 224,44 (+-164,21) cfu/m3 iken, 2 nolu hastanedeki ortalama canlı sayısı 536,66 (+- 409,86) cfu/m3 olarak bulunmuútur. 1 nolu hastanenin belirli bir kamu kesimine hizmet vermesi, dolayısıyla hasta ve ziyaretçi yo÷unlu÷unun 2 nolu hastaneye göre daha düúük olmasının, hasta odalarındaki atmosferin mikroorganizma yükünü etkileyen en önemli unsur oldu÷u düúünülmektedir. 2 nolu hastanenin ise özel bir hastane olması ve toplumun her kesimine hizmet vermesinin yanı sıra, oldukça yo÷un hasta ve ziyaretçi potansiyeline sahip olması, ameliyathanelerdeki günlük vaka sayısının nispeten daha çok olması gibi sebeplerle alınan hava örneklerinde daha yüksek mikroorganizma seviyeleriyle karúılaúmaya sahip oldu÷u düúünülmektedir. Örneklemeler esnasında hasta odası içerisindeki kiúi sayısı (örnekleyici hariç) 0-7 kiúi arasında de÷iúmiútir. Odadaki kiúi sayısı arttıkça toplam mikroorganizma sayısında da artıú olmuú, penceresi açılarak havalandırılmıú odalarda da toplam mikroorganizma yükü daha düúük bulunmuútur. Örne÷in; Çizelge 4.1 ‘de görüldü÷ü gibi 2 nolu hastanede, 2. ay örneklemede maximum canlı sayısı 1320 cfu/m3 olarak ölçüldü÷ü esnada, odada bulunan kiúi sayısı 7 iken, hastası yeni taburcu edilmiú boú bir odada 30 cfu/m3 olarak ölçülmüútür. Örnekleme ve PCA sayımları esnasında, atmosferinde en yüksek mikroorganizma sayılarına ulaúılan tüm noktalarda, ortamdaki kiúi sayısının en az üç veya daha fazla olması dikkat çekicidir. Sonuç olarak, odada bulunan hasta ve ziyaretçi sayısı, hastanın soludu÷u havanın mikroorganizma miktarını önemli ölçüde etkilemektedir. Dolayısıyla, hasta odalarında mümkün oldu÷unca ziyaretin kısa tutulması ve ziyaretçi sayısının kontrol edilmesi, hastanın özellikle 153 hava yoluyla bulaúan nozokomiyal infeksiyonlardan korunumu açısından oldukça önemlidir. 2005 yılında Bouillard et al. ’ın yaptı÷ı bir çalıúmada 25 iúyeri ofisinden alınan hava örneklerindeki toplam canlı seviyelerinin 3 ortalama 277 cfu/m oldu÷u ve ço÷unlu÷unu gram pozitif kokların oluúturdu÷u örneklerde, Micrococcus luteus (19/25), S. epidermidis (16/25), S. hominis (15/25), S. lentus (2/25) ve S.sciuri (4/25) oranında bulunmuútur. Hirohisa et al. (1998)’ nın hastanelerde yaptı÷ı mikrobiyal ölçümlerde, klimalı ortamlardaki hava kaynaklı bakteri populasyonu 0,03-0,74 cfu/lt (30-740 cfu/m3) arasında bulunmuútur. Yine Augustowska and Dutkiewicz (2006) ’in bir hastanede, 1 yıl boyunca, aylık olarak yaptı÷ı hava örneklemeleri sonucunda, hastane atmosferindeki toplam mikroorganizma sayısı 257,1 - 436,3 cfu/m3 olarak bulunmuútur. Bizim çalıúma yaptı÷ımız 1 nolu hastanede ise havadaki toplam mikroorganizma sayısı 40-720 cfu/m3, 2 nolu hastanede 30-1320 cfu/m3 olarak bulunmuútur. Çalıúmamızdaki 1 nolu hastanenin bulgularının Hirohisa et al. (1998)’ nın yaptı÷ı çalıúmanın sonuçlarıyla parelellik gösterdi÷i, 2 nolu hastanenin toplam mikroorganizma yo÷unlu÷unun ise di÷er çalıúmalara nazaran daha yüksek oldu÷u görülmüútür. Air Microbial øndex (Cucchiara, et al., 1994)’de hasta odaları ve di÷er odalarda olması gereken maximum mikroorganizma miktarı 300-400 cfu/m3 olarak belirtilmiútir. Buna göre de÷erlendirildi÷inde her iki hastanenin de bazı ölçümlerde oldukça düúük mikroorganizma yo÷unlu÷una sahip oldu÷u görülürken, bazı durumlarda da oldukça yüksek rakamlara ulaúılmıútır. Ancak ortalama de÷erlere bakıldı÷ında, de÷erlerin tehlike arzetmedi÷i görülmektedir. Ayrıca, hastane atmosferinde saptanan bu mikroorganizma yo÷unlu÷unun, Bouillard et al.’ nın normal bir ofis havasından yaptı÷ı 154 ölçümlerde tespit edilen mikroorganizma yükünden de oldukça yüksek olabildi÷i görülmüútür. Her ne kadar havadaki bakteri populasyonunun ço÷unlu÷unu normal deri florası elemanları oluútursa da, çalıúmamızda da görüldü÷ü gibi hava önemli oranda oportunistik patojen de içerebilmektedir. Bu da hastane atmosferinden kaynaklanan pek çok nozokomiyal infeksiyona zemin hazırlamaktadır. ømmün sistemi baskılanmıú hastalar açısından havadaki bu bakteriler özellikle solunum yolunu etkileyen sekonder infeksiyonlar için çok önemli bir kaynak oluúturabilir. Bu çalıúmada, hastane havası, nozokomiyal infeksiyonlara neden olan bakteriler arasında, son yıllarda önemli artıúlar gösteren S. aureus, di÷er KNS türleri, Enterococcus türleri ve P. aeruginosa açısından incelenmiútir. S. aureus’un izolasyonunda, bu amaçla bütün dünyada en yaygın olarak kullanılan besiyeri olan ve ISO,FDA, AOAC, IDF gibi uluslar arası kuruluúların önerdi÷i Baird-Parker Agar besiyeri kullanılmıútır (Atlas, 2004). Baird-Parker Agar kullanılarak yapılan örneklemelerde, 24-48 saat inkübasyondan sonra etrafında yalnız mat beyaz bir kuúak bulunan siyah koloniler ile hem mat beyaz bir kuúak hem de onu çevreleyen berrak bir zon bulunan siyah parlak koloniler izole edilmiú, ancak bu úekilde elde edilen 45 izolatdan, sadece etrafındaki beyaz kuúaktan sonra berrak bir zonla (lesitinaz aktivitesi) daha çevrili olan 7 suú koagulaz testine (+) sonuç vermiútir. Bunun üzerine, 3. ay örneklemelerinde, S. aureus izolasyonu için alternatif bir besiyeri olarak, ayrıca CNA agar kullanılmıú ve S. aureus’un hemoliz özelli÷inden faydalanarak, bu besiyeri ile yapılan örneklemelerden de 39 izolat elde edilmiútir. Ancak CNA Agar’dan izole edilen bu muhtemel stafilokok izolatlarının da hiçbiri tüpteki koagulaz testine pozitif sonuç vermemiútir. Tüm örneklemeler sonucu 155 havadan toplam 84 tane stafilokok izolatı ve 12 de enterokok izolatı elde edilmiútir. Yapılan tüm konvansiyonel testler sonucu izolatların büyük bir ço÷unlu÷u tür düzeyinde identifiye edilebilirken, bazı izolatlar, literatür suúlarından farklı özellikler göstermesi nedeniyle tam olarak tanımlanamamıútır. Bunun üzerine hem tür düzeyinde identifiye edilememiú bu izolatları tanımlamak, hem de konvansiyonel testlerle identifiye edilmiú (Biomerieux, suúların France) ve do÷rulamak Api 20 Strep amacıyla, Api (Biomerieux, Staph France) identifikasyon panellerinden yararlanılmıútır. øzolat numaraları 46, 47, 48, 53, 61, 77,ve 78 olan suúlar, tüpteki koagulaz testine pozitif sonuç verdikleri, mannitolü fermente ederek, DNAse testine de pozitif sonuç vermeleri, turuncu renkli koloniler oluúturmaları vb. bir çok ayırtedici özelli÷i taúımaları nedeniyle (Bkz. Çizelge 4.5) konvansiyonel testlerle S. aureus olarak tanımlanmıútır (Sneath et al., 1986). Aynı izolatlar, Api Staph panelleri ile de aynı úekilde S. aureus olarak tanımlanmıútır. Kümelenme faktörüne bakıldı÷ında ise, elde edilen 84 stafilokok izolatından, koagulaz tüp testi negatif olan 77’sinin içinde, 14 tane stafilokok suúunun kümelenme faktörüne pozitif sonuç verdi÷i tespit edilmiútir. Kümelenme faktörü pozitif olan bu suúlar, 5, 8, 10, 24, 40, 44, 57, 59, 67, 70, 73, 75, 82 ve 84 nolu izolatlardır. Kümelenme faktörü pozitif olmasına ra÷men di÷er biyokimyasal testlere verdi÷i yanıtları farklı olması nedeniyle konvansiyonel testlerle tam olarak tanımlanamayan 57 ve 59 nolu izolatlar, Staphylococcus Api Staph identifikasyon panelleriyle lugdunensis olarak tanımlanmıútır. Kümelenme faktörü pozitif olan di÷er tüm suúlar ise, hem konvansiyonel testlerle hem de Api Staph test panelleriyle S. aureus olarak tanımlanmıútır (Bkz. Çizelge 4.7). Ancak farklı olarak, hem tüp hem de lamdaki 156 koagulaz testlerine negatif sonuç veren ve konvansiyonel testlerle S. haemolyticus olarak tanılanan 26 ve 31 nolu izolatlar, ødentifikasyon panelleriyle S. aureus olarak Api Staph tanımlanırken, konvansiyonel testlerle S. xylosus olarak tanımlanan 41, 54, 55 nolu izolatlar identifikasyon panelleriyle S. hominis olarak , 64 ve 66 nolu izolatlar ise S. aureus olarak tanımlanmıútır. Farklılık gösteren di÷er izolatlar, konvansiyonel testlerle S. haemolyticus olarak tanılanırken, Api staph ile S. xylosus olarak tanımlanan 12 ve 13 nolu izolatlardır. Tüm bu izolatların dıúındaki suúların tanımlanmasında konvansiyonel testlerle Api Staph identifikasyon test panellerinin sonuçları parelellik göstermiútir. Sonuçta, hava örneklerinden elde edilen 84 stafilokok izolatının hepsi tür düzeyinde identifiye edilmiú ve sonuçta 7’si koagulaz (+), 29’u koagulaz (-) olmak üzere toplam 36 suú ( % 42,85) S. aureus, 19 suú (% 22,61) S. xylosus, 13 suú (%15,47) S. haemolyticus, 7 suú (%8,33) S. hominis, 3 suú (% 3,57) S. lentus, 2 suú (% 2,38) S. lugdunensis, 1 suú (% 1,19) S. epidermidis, 1 suú (% 1,19) S. saprophyticus, 1 suú (% 1,19) S. warneri ve 1 suú (% 1,19) da S. chromogenes olarak tanılanmıútır. Örneklerde S. aureus oranının en yüksek oldu÷u (% 42.85), onu da (% 22.61) oranla S. xylosus’un izledi÷i görülmüútür. Havadan en az izole edilen suúlar, epidermidis, S. saprophyticus, S. warneri ve S. S. chromogenes olmuútur. S. aureus suúlarının büyük bir kısmı koagulaz pozitiftir, fakat koagulaz negatif olan atipik S. aureus suúları da mevcuttur. Ço÷u S. aureus straini tüpteki koagulaz testine pozitif sonuç verirken, bazıları negatif olup, lam testindeki ba÷lı koagulaz testine pozitif sonuç vermektedir. Bazı S. aureus suúları ise her iki koagulaz testine de 157 negatif sonuç vermesine ra÷men, moleküler testlerde S. aureus oldu÷u saptanmıútır (Olney et al, 2001). Benzer úekilde Obaid et al. (1999), yo÷un bakım ünitesindeki hastalardan, koagulaz negatif S. aureus suúları izole etmiúlerdir. øzole ettikleri bu suúlar, tüp koagulaz testine negatif sonuç verirken, lamdaki koagulaz testine ve DNase testine pozitif sonuç vermiútir. Api Staph ve moleküler testlerle de bu suúların S. aureus oldu÷u ve yapılan antibiyotik duyarlılık testlerinde de aynı zamanda metisiline dirençli (MRSA) oldukları saptanmıútır. Bir izolatın do÷ru bir úekilde identifikasyonu, etkili tedavi yollarının izlenebilmesi açısından oldukça önemlidir. Koagulaz negatif S. aureus suúlarının ortaya çıkıúı, her geçen gün artan bir problem olmaktadır, bu sebeple klinik laboratuarlarının buna bir an önce çözüm bulması gerekmektedir. Çünkü bu suúlar, en az koagulaz (+) olanlar kadar virulansa sahip olup, insanlarda kolonize olarak çeúitli enfeksiyonlara sebep olabilmekte, insandan insana yayılabilmekte ve metisiline de direnç gösterebilmektedirler (Obaid et al., 1999). Benzer úekilde Woo et al.’ın 2001 yılında yaptı÷ı bir çalıúmada, geleneksel metodlarla tür düzeyinde tanımlanamayan ve tüp koagulaz testi negatif olup, lam testinde pozitif sonuç veren stafilokok türleri, Api testinde % 86, 8 S. aureus, % 5,1 S. warneri olarak tanımlanmıútır. Bunun üzerine 16 S rRNA gen dizilimine bakıldı÷ında, izolatlarla S. lugdunensis ile 28, S. haemolyticus ile 21, S. warneri ile 23 temel farlılık olmasına ra÷men, S. aureus’la izolatlar arasında hiçbir temel farklılık olmadı÷ı görülmüútür. Çalıúmamızda, hastane atmosferinde, Enterococcus türlerinin varlı÷ı da araútırılmıú ve a÷ırlıklı olarak hastane atmosferinde hangi tip Enterococcus kökeniyle karúılaúıldı÷ına bakılmıútır. Bu amaçla, 158 enterokok türleri için eskulini hidrolize etme özelli÷i önemli bir ayırt edici özellik oldu÷u ve Kanamycin Esculin Azide Agar (KEAA) da bu özelli÷i ortaya çıkaran ayırt edici bir ortam oldu÷u için bu çalıúmada enterokok izolasyonu için kullanılmıútır. Çalıúmamız süresince 99 KEAA petrisinden sadece 12 tane eskulin (+) olan koloni ile karúılaúılmıú, hepsi izole edilmiú ve tanılanmıútır. 1E, 2E ve 9E nolu suúlar, geleneksel metodlarla tanılama yapılırken dahi % 6.5 NaCl’lü ortamda büyümemesi ve anaerobik ortamda çok zayıf ve yüzeye yakın bölgede üreme göstermesi gibi enterokoklara has tipik özellikleri taúımamasına ra÷men, benzer özellikler taúıyabilen “E. cecorum” olma ihtimaliyle çalıúmadan çıkarılmamıútır. Bergey’s Manual of Systematic’s (Sneath et al., 1986) ve The Procaryotes (Balows et al., 1992) kitaplarında yer alan ve enterokokların identifikasyonunda kullanılan konvansiyonel testler (Çizelge 4.6)’e göre di÷er 9 enterokok izolatından da 2 ‘si E. faecalis , 7 ‘si de E. faecium ‘un literatür suúları ile benzer özellikler taúımasına ra÷men, kesin identifikasyon için Pyrrolydonyl arylaminidase (PYRase), “Į ve ȕ glucuronidase” gibi enzim testlerinin yapılması gereklili÷inden, bu testleri de içeren Api 20 Strep (Biomeareux, France) hazır identifikasyon panelleri kullanılmıútır. Sonuçta, KEAA’da üreyen ve eskulin pozitif olan 12 izolatın 3 tanesi (1E, 2E, 9E) Aerococcus viridans 1, 7 tanesi (3E, 4E, 7E, 8E, 10E, 11E, 12E) E. faecium, 2 tanesi de (5E, 6E) E. faecalis olarak tanılanmıútır. Örnekleme süresince 99 KEAA petrisine alınan hava örne÷inden sadece 9 tane enterokok suúu izole edilmiú ve elde edilen enterokok strainlerinden 7 tanesi ( % 77,77) E. faecium, 2 tanesi de (% 22,22) E. faecalis olarak identifiye edilmiú, hava örneklerinde di÷er enterokok türlerinden hiçbirine rastlanmamıútır. 159 Çalıúmamızda, Pseudomonas aeruginosa için seçici besiyerleri olarak kullanılan Pseudomonas Agar p ve Cetrimide agar ortamlarının hiçbirinde P. aeruginosa’yla karúılaúılmamıútır. Jones et al. (2003)’ın, bir sistik fibrozis merkezinde yaptıkları çalıúmada, yerler, yüksek zeminler ve tıbbi ekipmanlarla personelin elleri dahil olmak üzere bir çok yerden örnek alınmasına ra÷men, P. aeruginosa bir tek havadan izole edilmiútir. Yine NNIS verilerine göre, hastane kaynaklı pnomoninin en önemli etkeni olan P. aeruginosa, bizim çalıúmamızda havadan izole edilememiútir. Burada sebep, örnekleme yapılan hastanelerde, atmosferin P. aeruginosa içermemesi veya çok düúük konsantrasyonlardaiçermesi nedeniyle saptanamamıú olması olabilir. Ayrıca, P. aeruginosa suúlarının kuraklı÷a çok dayanıklı olmaması ve cansız, kuru yüzeylerde hayatta kalma süresinin 6 saat-16 ay (Bkz. Çizelge 2.2) olması nedeniyle, havada P. aeruginosa suúlarına rastlanmamıú olabilir. Çalıúmamızda, her iki hastane atmosferinden izole edilen suúlarda, bazı antimikrobiyal maddelere direnç oranlarının yüksek oldu÷u ve ço÷ul direncin görüldü÷ü tespit edilmiútir (Bkz. Çizelge 4.10). Özellikle oksasiline dirençli suúlarda çoklu direnç mevcuttur. Dünya’da, 1960’lardan beri MRSA suúları izole edilmekte ve hastanelerde hala potansiyel infeksiyon etkeni olarak tespit edilmektedir. S. aureus suúları için A.B.D.’de % 4.9-30 oranlarında, Avrupa ülkelerinde % 10-40 oranlarında metisilin direnci bildirilmiútir (incecik,2002). Bizim bulgularımızda da, S. aureus suúlarında metisiline duyarlılık oranlarına bakıldı÷ında; 36 S. aureus suúundan 11 tanesi (% 30,55) oksasiline dirençli (MRSA) ve 5 tanesi de (% 13,88) orta duyarlı bulunmuútur. S. aureus suúlarının kendi arasındaki direnç oranlarına bakıldı÷ında ise; koagulaz (-) suúların 10 tanesi (% 160 30,44) oksasiline dirençli iken, 5 tanesi de (% 17,24) orta dirençli bulunmuú, koagulaz (+) suúların ise sadece 1 tanesinde (% 14,85) direnç tespit edilmiútir. Di÷er KNS suúlarından ise 28 suú (%58,33) oksasiline dirençli (MRKNS), di÷erleri duyarlı bulunmuútur. Baron (2004)’a göre glikopeptidler, vankomisin ve teikoplanin gibi oldukça kullanıúlı antibiyotiklere dahi dirençli S. aureus strainlerinin varlı÷ı kanıtlanmıútır. Bizim çalıúmamızda tanımladı÷ımız S. aureus ve enterokok suúlarına ise en etkili antibiyoti÷in vankomisin oldu÷u belirlenmiútir. Dolayısıyla, çalıúmamız, birçok araútırıcının, sefalosporinlerin MRSA ve MSSA infeksiyonlarını önlemede etkisiz kaldı÷ı ve vankomisinin seçilebilecek antibiyotik oldu÷u úeklindeki tespitini desteklemiútir. Di÷er KNS suúlarına en etkili antibiyotikler de aynı úekilde baúta vankomisin olmak üzere, kloramfenikol ve gentamisin oldu÷u görülmüútür. S. aureus ve KNS suúlarının en az duyarlı oldu÷u antibiyotik ise ampisilin olmuútur. Çalıúmamızdaki enterokok strainlerininin hiçbirinde vankomisin direncine rastlanmamıútır. Kloramfenikol direncine bakıldı÷ında ise E. faecalis suúlarından 1’i (% 50) dirençli iken, di÷eri (%50) orta duyarlı bulunmuú, E. faecium suúlarının ise sadece 1 tanesinde (% 14,28) kloramfenikole direnç tespit edilmiútir. NCCLS standartlarında “Enterococcus spp için sefalosporinler, aminoglikozidler (yüksek düzey direnç taraması hariç), klindamisin ve trimetoprim/sülfametoksazol in vitro olarak aktif görünebilir, ancak klinik olarak etkili de÷ildirler ve izolatlar duyarlı olarak bildirilmelidir.” denmiútir, dolayısıyla çalıúmamızda enterokok suúları, test edilen trimetoprim/sülfametoksazol, amoksisilin klav.asit , oksasilin, gentamisin ve klindamisin gibi antibiyotiklere dirençli görünseler de 161 duyarlı olarak bildirilmek durumundadır” dendi÷i için sadece zon çapları verilmiútir (Bkz. Çizelge 4.11). Bilindi÷i gibi, hastane infeksiyonu nedeniyle 2005 yılında, 1,5 ay içinde 18 bebek hayatını kaybetmiútir. Önce Manisa Üniversitesi Tıp Fakültesi Hastanesi Yenido÷an Servisi’nde iki bebe÷in, sonra Trakya Üniversitesi Tıp Fakültesi Hastanesi’nde sekiz bebe÷in ve son olarak Kayseri Erciyes Üniversitesi Gevher Nesibe Hastanesi’nde sekiz bebe÷in hayatını kaybetmesi, senelerdir çözüm bulunamayan ‘hastane infeksiyonu’ sorununu gündeme getirmiútir. Hastanelerde infeksiyon kontrol komiteleri ilk olarak 20 yıl önce kurulmuútur. Sa÷lık Bakanlı÷ına ba÷lı 805 yataklı tedavi kurumunun % 80’inde infeksiyon kontrol komitesi olmasına ra÷men aktif olarak çalıúıp çalıúmadıkları kontrol edilemedi÷i için hastane infeksiyonları büyük bir sorun olmaya devam etmektedir (Dilek, 2005). Ülkemizde, temiz oda sistemleri, ameliyathanelerde, yo÷un bakım ünitelerinde, ilaç üretim tesislerinde ve karantina odalarında yo÷un olarak kullanılmaktadır. Gıda ve ilaç üretim tesislerine ait temiz oda standartları bulunması ve etkin bir úekilde uygulanmadı÷ı takdirde ekonomik kayıplarının çok büyük olması nedeniyle, bu alanlarda hava kontaminasyonu ile ilgili denetimler iúletmeler tarafından rutin olarak yapılmaktadır. Ancak hastane havasındaki mikroorganizmalara yönelik temiz oda standartlarının bulunmaması, partiküllere yönelik temiz oda standartlarının uygulanması ve takibindeki boúluklar ve infeksiyon kontrol komitelerinin çalıúmalarındaki eksiklikler nedeniyle, ameliyathane ve yo÷un bakım üniteleri gibi hastane infeksiyonlarının en önemli çıkıú alanlarının hijyeni de kiúilerin inisiyatifine bırakılmıú durumdadır. Oysa ki, temiz odalardaki bu uygulamaların eksiksiz ve 162 etkin úekilde yürütülmesi ve takibiyle nozokomiyal infeksiyonların büyük bir bölümünün önüne geçilmiú olacaktır. Bir hastanede yüksek hijyen standardını sa÷lamak için, hastanelerdeki teknik ve sa÷lık personelinin disiplinli davranıúı, steril alanların ve kullanılan aletlerin düzenli ve dikkatli bir sekilde dezenfeksiyonunun yapılmasının yanında; yapım sırasında yer, duvar, tavan, kapılar, pencereler ve ıúıklandırma için kullanılan malzemeler de büyük önem taúımaktadır. Bunların kolay dezenfekte edilebilmesi, dezenfeksiyon maddelerine dayanıklı olması, toz tutmaması ve üzerlerinde mikropların üremesine sebep olacak pürüzlerle aralıkların olmaması gereklidir. Hastane infeksiyonlarının bulaúmasında, canlı ve cansız çevre, epidemiyolojik zinciri oluúturan temel faktördür. Bu infeksiyonların bulaúmasını önlemenin en etkin yolu özellikle invaziv uygulamalarda kullanılan alet ve cihazların dezenfekte veya sterilize edilmesidir. Dezenfeksiyon ve sterilizasyon iúlemlerini baúarıyla sonuçlandırmak için ise mutlaka ön temizlik yapılmalıdır. Hastane infeksiyonlarının bulaúmasında primer araç olarak kabul edilen ellerin yıkanması da antisepsi uygulamalarında oldukça önemli yer tutar ve infeksiyonlardan korunma uygulamalarının bir tamamlayıcısıdır. Hastanelerdeki tıbbi ekipman ve yüzey temizli÷i kadar havanın temizli÷i de oldukça önemlidir. Özellikle ameliyathane ve yo÷un bakım üniteleri gibi hava sterilizasyonunun da sa÷lanması gereken bölümlerde, HEPA filtre ve havalandırma sistemlerinin rutin bakımları yapılmalı ve etkin ve kesintisiz çalıúmaları sa÷lanmalıdır. Yapılan bu çalıúmada, hastanelerin hasta odaları ve servis koridorları gibi insan yo÷unlu÷unun fazla oldu÷u alanlarda ve havalandırma sistemleriyle havanın da mikrobiyolojik kontrolünün sa÷landı÷ı ameliyathane bölümlerinin atmosferinde bulunan ortalama 163 canlı mikroorganizma sayısının belirlenmesi ve son yıllarda hastane infeksiyonu etkenleri arasında ilk sıralarda sayılan S. aureus, KNS, Enterococcus spp. ve P. aeruginosa’nın hastane atmosferinde varlı÷ının tespit edilmesi hedeflenmiútir. Sonuç olarak, örnek alınan hastanelerin atmosferlerindeki mikrobiyal yükün, ortamdaki insan sayısına ba÷lı olarak oldukça büyük de÷iúkenlik gösterdi÷i ve ameliyathane bölümlerinde de atmosferin mikrobiyolojik kontrolünü sa÷layan en önemli faktörün havalandırma sistemleri oldu÷u görülmüútür. Bir kıú sezonu süresince (Aralık-Ocak-ùubat-Mart) 2 ayrı hastanenin farklı ünitelerinde yapılan örneklemelerde, toplam 99 noktadan elde edilen 99 tane “toplam canlı sayısı” verisi, hastanelerin atmosferinde bulunabilecek ortalama canlı sayısına dair bir fikir oluúturmuútur. (Cucchiara, Elde 1994) edilen göre ve sonuçlar, ait oldu÷u Air Microbial temiz oda Index’e sınıfında de÷erlendirildi÷inde; havadaki mikrobiyal yükün her iki hastane için de tehlikeli boyutlarda olmadı÷ı görülmüútür. Ancak havadaki mikroorganizma miktarının istatistiksel açıdan daha iyi de÷erlendirilmesi ve gerçe÷e daha yakın sonuçlar elde edilebilmesi için daha uzun vadede ve daha fazla noktadan örnekleme yapılması gerekmektedir. Ayrıca yapılan izolasyon ve identifikasyon iúlemlerinin sonucunda hastane atmosferinin farklı oranlarda S. aureus (MRSA, MSSA), KNS, Aerococcus spp ve Enterococcus ssp. içerdi÷i görülmüútür. Ancak, bu mikroorganizmaların hastane atmosferinde hangi oranlarda bulundu÷unun tespit edilebilmesi için de daha kapsamlı bir çalıúmaya ihtiyaç vardır ve hava kaynaklı nozokomiyal infeksiyon riskinin tam olarak belirlenmesi açısından da edinilmesi gereken önemli bir veridir. Sonuç olarak, mikroorganizmalar her yerde oldu÷u gibi havada da bulunabilir ve onları tamamen yok etmek 164 mümkün de÷ildir, ancak alınacak önlemlerle ve özellikle ameliyathane ve yo÷un bakım üniteleri gibi riskli bölgelerde havalandırma sistemlerinin kontrollü ve etkin çalıúması ile havada belirli bir seviyede tutulmaları mümkündür. Ancak bu úekilde ve yönetmelikleri tam olarak uygulandı÷ı infeksiyonların önüne önemli ölçüde geçilebilir. infeksiyon kontrol sürece nozokomiyal 165 6. KAYNAKLAR DøZøNø Akalın, H.E ., Kanra, G., 1993. Hastane ønfeksiyonları, 1. Baskı , Güne ú Kitabevi, Ankara, 127-151s. Akçelik, M., Ayhan, K., Çakır, ø., Do÷an, H., Gürgün, V., Halkman, A.K., Kaleli, D., Kuleaúan,H., Özkaya, D.F.,Tunail, N., Tükel, Ç., 2000. Gıda Mikrobiyolojisi ve Uygulamaları, Ankara Üniversitesi, Ziraat Fakültesi, Gıda Mühendisli÷i Bölümü, Ankara, 522s. Akova, M., 1993. Nozokomiyal Pnomoniler, Hastane ønfeksiyonları, 1. Baskı, Güneú Kitabevi, 135-144s. Altıntaú, S., 2006. Kahramanmaraú’ta Bazı øú Kollarında Çalıúan Boya øúçilerinde Plazma Ve Eritrosit Membran Sialik Asit, Glutatyon, Plazma Nitrik Oksit Ve Lipid Peroksidasyonu Düzeylerinin De÷erlendirilmesi, Yüksek lisans tezi, Kahramanmaraú Sütçü ømam Üniversitesi, Kahramanmaraú, 62s. Angelina D., Tselenis-Kotsowilis, Maria, P., Koliomichalis, Papavassiliou, J., 1982. Acute Pyelonephritis Caused by Staphylococcus xylosus, Journal Of Clinical Microbiology, 593-594pp. 166 KAYNAKLAR DøZøNø (devam) Anonim, 1. Klinik Mikrobiyolojide Önemli Bakteriler, Klinik Mikrobiyoloji (eriúim:http//www.mikrobiyoloji.org.tr; eriúim tarihi: 15.07.2007) Anonim, 2. Pseudomonas aeruginosa, Todar's Online Textbook of Bacteriology (eriúim: www.textbookofbacteriology.net/, eriúim tarihi: 03. 06.2007) Anonim, 3. Temiz Odalar ve Hastaneler, Isısan kitapları. (eriúim:http// www.ısısan.org.tr, eriúim tarihi: 18.06. 2007) Anonim, 4. Staphylococcus lugdunensis, from wikipedia free encyclopedia(eriúim:http://en.wikipedia.org/wiki/Staphylococcus _lugdunensis, eriúim tarihi: 09.08.2007) Atlas, R.M., 2004. Handbook of Microbiological Media, Third Edition, 2051p. Augustowska, M., Dutkiewicz, J.,2006. Variability of airborne microflora in a hospital ward with in a period of one year, Ann Agric Environ. Med., Vol.13, 99-106pp. Aygen, B., 2004. Erciyes Üniversitesi Hastaneleri Hastane ønfeksiyon Kontrol Kurulunun Organizasyon ùeması, ønfeksiyon El Kitabı. 167 KAYNAKLAR DøZøNø (devam) Ayliffe G A J, Lowbury E J L, Geddes A M, Williams J D, 1992. Control of Hospital Infections, Third edition, Chapman&Hall, London. 103p. Balows, A., Trüper, H.G., Dworkin, M., Harder, W., Schleifer, K-H., 1992. The Procaryotes Second Edition, A Handbook on the Biology of Bacteria, Springer Verlag, New York. Vol 2, 14211460pp. Baron, S., 2004. Resistance of Staphylococci to Antimicrobial Drugs, Medical Microbiology, 4th edition, Section 1, Bacteriology, 12.Staphylococcus, 1273p. Baskan, S., 2007. Hastane ønfeksiyonlarının Maliyeti, Ankem Dergisi, 21(Ek 2), 194-195s. Baútürk, S., 2005. Pseudomonas Suúlarında Escherichia aeruginosa Çeúitli coli, ve Kinolon Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter Grubu baumannii Antibiyotiklerin Duyarlılıklarının Araútırılması, Haseki E÷itim ve Araútırma Hastanesi, ønfeksiyon Hastalıkları ve Klinik Mikrobiyoloji Klini÷i, østanbul, 5s. Bennett, J.V., 1974. Nosocomial Infections due to Pseudomonas. J. Infect. Dis. 130: p 4-7 168 KAYNAKLAR DøZøNø (devam) Bibero÷lu, K., Tarhan, O., 1998. Nozokomiyal Pnomoni, Hastane ønfeksiyonları Dergisi, Vol: 2, 63-70s. Bouillard, L., Michel, O., Dramaix, M, Devleeschouwer, M., 2005. Bacterıal Contamination Of Indoor Air, Surfaces, And Settled Dust, And Related Dust Endotoxın Concentrations In Healthy Office Buildings Ann Agric Environ Med, 12, 187–192pp. Büke, A.Ç., 2003. Ege Üniversitesi Tıp Fakültesi Hastanesi Yo÷un Bakım Ünitesinde Çalıúan Hastane Personelinin Burunlarından øzole Edilen Staphylococcus aureus Kökenlerinin “Pulsed-Filed Gel Electrophoresis” Yöntemi øle Tiplendirilmesi, Uzmanlık Tezi. Ege Üniversitesi, Tıp Fakültesi, øzmir. Carvalho, M. G., Steigerwalt,A.G., Morey, R. A., Shewmaker, P.L. et al. 2004. Characterization of Three New Enterococcal Species, Enterococcus sp. nov. CDC PNS-E1, Enterococcus sp. nov. CDC PNS-E2, and Enterococcus sp. nov. CDC PNSE3, Isolated from Human Clinical Specimens, Journal of Clinical Microbiology, Vol:42, N:3,1192-1198pp. Cucchiara, P., Sucameli, M., Masellis, M., Torregrosa, M.V., Valentino, L., Carmeni, A., 1994. Bacteriological Monitoring In a Burns Center, Ann. Medit. Burns. Club, Vol.7, No.2, 80p. 169 KAYNAKLAR DøZøNø (devam) Çalangu, S. 2002. Hastane ønfeksiyonlarının Önemi, Sterilizasyon, Dezenfeksiyon ve Hastane ønfeksiyonları Kitabı (Ed.ler: Günaydın M, Esen ù, Saniç A, Leblebicio÷lu H). SøMAD Yayınları 2002: 189-194s. Dilek, N., 2005. ønfeksiyon Kapan Hastanelere Neúter, Aksiyon Haftalık Haber Dergisi, sayı:559. Do÷anay, M., 1998. Nozokomiyal Sepsis, Önemi ve Tanımlar. Hastane ønfeksiyonları Dergisi, 1998; 4: 179-182s. Dündar, ø.H., 1999. Nozokomiyal ønfeksiyonlar. Ed: Dündar øH, Salto÷lu N, Taúova, Y. Klinik Mikrobiyoloji ve Enfeksiyon Hastalıkları Ders Notları, Adana. Ç.Ü. Tıp Fak. Yayınları, 3-13s. Edwards, DD, 2000. Enterococci attract attention of concerned microbiologists. ASM News 66: 540-545pp. Erkmen, O., 1994. Nozokomiyal Stafilokok ønfeksiyonları ve Bunların Kontrolü Üzerinde Araútırma, Gaziantep Üniversitesi, Sa÷lık Bilimleri Enstitüsü, Doktora Tezi, Gaziantep, 92s. Fumio, K., 2003. Survey of airborne bacteria in the 2 general hospital. Annual Report Of Tokyo Metropolitan Institute Of Public Health.Vol.;No.54;309-314pp. 170 KAYNAKLAR DøZøNø (devam) Gazi, H., Kurutepe, S., Sürücüo÷lu, S., Ecemiú, T., Özbakkalo÷lu, B., 2004. Hastane Enterococcus Kökenli faecium Enterococcus Suúlarında faecalis Antimikrobiyal ve Direnç, Ankem Dergisi, 19 (1), 49-52s Gerhardt, P., Murray, R.G.E., Wood, W. A., Krieg, N.R., 1994. Methods for General and Molecular Bacteriology, American Society for Microbiology, Washington, 611-631pp. Grene, V.W., Vesley, D., Bond, R.G., Michaelsen, G.S., 1962. Microbiological Contamination of Hospital Air, 1. Quantitative Studies, School of Public Health and University Health Servise, Uni. of Minnesota, 561-565pp. Gönüllü, M.T., Bayhan, H., Avúar, Y., Arslankaya, E., 2002. YTÜ ùevket Sabancı Kütüphane Binası øç Ortam Havasındaki Partiküllerin øncelenmesi, 4. GAP Mühendislik Kongresi, 6-8 Haziran 2002, Harran Üniversitesi, ùanlıurfa. Gültekin, M., 2004. Enterokoklar: Mikrobiyoloji, epidemiyoloji ve patogenez, Önemli ve Sorunlu Gram Pozitif Bakteri ønfeksiyonları, Bilimsel Tıp Yayınevi, 40-121s. Gültekin M, Günseren F., 2000. Vankomisin dirençli enterokoklar. Hastane ønfeksiyon Dergisi, Vol: 4: 195-204 s. 171 KAYNAKLAR DøZøNø (devam) Hayran, M., Akalın HE., 1993. Hastane ønfeksiyonları Sürveyansı, Hastane ønfeksiyonları, 1. Baskı, Güneú Kitabevi, Ankara, 7991s. Hirohisa, S, Koji, O., Masato, F., Hiroyasu, T., Tokuko, K., Mizuo, K., 1998. Environmental Conditions At Asahi University Dental Hospital: V. Climatic Environment And Airborne Bacteria øn The Ward. Journal Of Gifu Dental Society Vol.25;No.2; 237-246pp. Hota, B., 2004. Contamination, Disinfection and Cross-Colonization: Are Hospital Surfaces Reservoirs for Nosocomial Infection?, Clin. Infect. Dis. 39 (8): 1182-9p. Iglewski, B. H., 1996. Pseudomonas, Medical Microbiology, 4th edition, Section 1. Bacteriology., 1275p. øncecik, ù., 2002, Yo÷un Bakım Ünitesi Hastane ønfeksiyonları ve Antibiyotiklere Direnç, Çukurova Üniversitesi, Tıp Fakültesi, Uzmanlık Tezi, 116s. International Organization for Standardization (ISO), 2003. Cleanrooms and associated controlled environments: biocontamination control. Part 1: General principles and methods. Document ISO 14698-1:2003 ISO: September 2003. (eriúim: http://www.iso.org/ ) 172 KAYNAKLAR DøZøNø (devam) Jones, A.M., Govan, JRW., Doherty, CJ., Dodd, ME et all., 2003., Cystic Fibrosis, Identification of airborne dissemination of epidemic multiresistant strains of Pseudomonas aeruginosa at a CF centre during a cross infection outbreak, Thorax, Vol:58, 525-527pp. Karagöz, G., 2005. Yo÷un Bakım Ünitesinde Vankomisin Dirençli Enterokok Taúıyıcılı÷ının Araútırılması, Dr. Lütfi Kırdar Kartal E÷itim ve Araútırma Hastanesi, østanbul, 4 - 30s. Kaufhold A, Podbielski A, Horaud T, et al. 1992. Identical genes confer high-level resistance to gentamicin upon Enterococcus faecalis, Enterococcus faecium, and Staphylococcus aureus. Antimicrob Agents Chemother 36:1215-1218pp. Kenter, H.M., 2002. Temiz ve Steril Alanları Planlama Kriterleri, , Sterilizasyon Dezenfeksiyon ve Hastane ønfeksiyonları Kitabı, Birinci baskı, SøMAD Yayınları, 1. Bölüm, Samsun, :147-159s. Keskin, Y., Özyaral,O., Baúkaya, R., Lüleci, N.E., Avcı, S., Acar, M.S., Aslan, H., Hayran, O., 2005. Bir Lise Binası Kapalı Alan Atmosferine Ait Mikrobiyolojik øçeri÷in Hasta Bina Sendromu Açısından Ö÷retmen ve Ö÷renciler Üzerindeki Etkileri, Astım Alerji ømmünoloji, 3(3), 116-130s. 173 KAYNAKLAR DøZøNø (devam) Kloos, W. E., Ballard, J. A. Webster, R. J. Hubner, A. Tomasz, I. Couto, G. L. Sloan, H. P. Dehart, F. Fiedler, K. Schubert, H. de Lencastre, I. S. Sanches, H. E. Heath, P. A. Leblanc, and A. Ljungh. 1997. Ribotype delineation and description of Staphylococcus sciuri subspecies and their potential as reservoirs of methicillin resistance and staphylolytic enzyme genes. Int. J. Syst. Bacteriol. 47:313–323. Koneman E.W, Allen S.D, Janda W.M, et al,1997. “The Gram Positive Cocci Part II, Streptococci, Enterococci and The Streptococci Like Bacteria”. In Color Atlas and Textbook of Diagnostic Microbiology, 5th Ed. Philadelphia: Lippincott; 1997: 577-629. Korkmaz, A., 2005. Hastane øklimlendirme Sistemlerinde Filtre Seçimi ve Filtrenin Önemi, Tesisat Mühendisli÷i Dergisi, Sayı:87, 5962s. Korten, V.,1996. Hastane Enfeksiyonları, ønfeksiyon Hastalıkları, Nobel Tıp Kitabevleri, 281-290s. Kramer, A., Schwebke, I., Günter, K., 2006. How long do nosocomial pathogens persist on inanimate surfaces? A systematic review, BMC Infectious Diseases, 6:130. 174 KAYNAKLAR DøZøNø (devam) Kurtaran, B., Salto÷lu, N., ønal, A.S.,Taúova, Y., Özeren, A., 2005. Nöroloji Yo÷un Bakım Ünitesinde Hastane ønfeksiyonları, Ankem Dergisi 2005;19(3):119-124. Lepelletier, D., Ferreol, S., Villers, D., Richet, S., 2004. Methicilline Resistant Staphylococcus aureus Nosocomial ønfections In Risk Factors, Morbidity and Costs, Paris, Pathological Biology, 52(8): 474-479p. Mandell GL, Bennett JE, Raphael D (eds), 1995. Principles and Practice of Infectious Diseases, Churchill Livingstone, New York 4th ed, 1754p. Manero, A., Blanch, A.R., 1999. ødentification of Enterococcus spp. with a Biochemical Key, Applied and Environmental Microbiology, Vol.65, No:10, 4425-4430pp. Mobedi, M., 2003. Hastane Klima ve Havalandırma Sistemi, Makine Mühendisleri Odası østanbul ùubesi, Hastane Klimaları ve Ameliyathanelerde Hijyen, Panel, Tarih: 21.05.2003 (eriúim: http://www.mmoistanbul.org/yayin/Scripts/) Moellering J.C, 2000 “Enterococcus Species”. In Mandell G. L, et al. Principles and Practise of Infectious Diseases, 5th Ed. NewYork: Churcill Livingstone; 2000: 2147-2156pp. 175 KAYNAKLAR DøZøNø (devam) 1WVDTGCM QH XCPEQO[EKP CORKEKNNKP CPF COKPQIN[EQUKFGTGUKUVCPV 'PVGTQEQEEWUHCGEKWODCEVGTGOKCKPCPCFWNVQPEQNQI[ WPKV #PVKOKETQD#IGPVU%JGOQVJGTR Montecalvo MA, Horowitz H, Gedris C, Carbonaro C, Tenover FC, Issah A, Cook P, Wormser GP, 1994. Murray B. E., 1990. The life and times Enterococcus. Clin. Microbiol. Rev., Vol:3, p 45 – 65. Nakipo÷lu, Y., Gürler, B., 2004. Çeúitli Dezenfektan ve Antiseptik Maddelerin Antibakteriyel Etkinli÷inin Araútırılması, Ankem Dergisi, 18(4), 220-223s. NCCLS, Ocak 2003. Aerop Üreyen Bakteriler için Dilüsyon Yöntemi ile Antimikrobik Duyarlılık Testleri; Onaylanmıú Standart-Altıncı Baskı, 30-38s (M7-A6 Cilt 23 Sayı 2 ISBN:975-6986-47-6; ISSN:1302-5414) NNIS System, 1996. National Nosocomial Infections Surveillance (NNIS) System Report, data summary from January 1980-June 1996, Am J Infect Control, Vol:24, p1380. NNIS System, 2001. National Nosocomial Infections Surveillance (NNIS) System Report, data summary from January 1992-June 2001, Am J Infect Control; Vol:29: 404-421pp. 176 KAYNAKLAR DøZøNø (devam) Obaid Inaam, A. Al., Udo, E.E., Jacob, L.E., Johny, M., 1999. Isolation and Characterization of Coagulase-Negative Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus from Patients in an Intensive Care Unit, Medical Principles and Practice, Vol.8, N:3, 230-236pp. Olney, V., Folly, M.M., Camargo, C., Sakyiama, H ., 2001. Detection Of Different Staphylococcus Aureus Strains øn Bovine Milk From Subclinical Mastitis Using Pcr And Routine Techniques, Brazilian Journal of Microbiology, Vol. 32, N:1., 18-23pp. Özyurt, M., 2007. Tüberkülozun Yayılımını Önlemede Çevresel Kontrol Önlemleri ve Dezenfeksiyon, 5. Ulusal Sterilizasyon Dezenfeksiyon Kongresi, østanbul, 314-316s. Perl TM., 1997. Surveillance, reporting, and the use of computers. In: Prevention and Control of Nosocomial Infections (Wenzel RP, ed), 2nd ed. Williams & Wilkins, Maryland,: 127-161pp. Ritter, Merrill A. MD., 1999. Operating Room Environment, Section I, Clinical Orthopaedics & Related Research. 369:103-109pp. Rutala, W.A., Katz, E.B., Sherertz, R.J., Felix, A., 1983. Environmental Study of a Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus Epidemic ina aBurn Unit, Microbiology, Vol.18, No.3, 683-688pp. Journal of Clinical 177 KAYNAKLAR DøZøNø (devam) Schleifer K. H., Klipper B. R., 1987. Molecular and chemotaxonomic approachesto the classification of streptococci, enterococci and lactococci: Syst. Apll. Microbiol., Vol:10, 1 – 19pp. Sherertz, R.J., Sarubbi, F.A., 1983. A three-year study of nosocomial infections associated with Pseudomonas aeruginosa, Journal of Clinical Microbiology, Vol.18, No:1, 160-164pp. Sobotova, L., Noskova, T., Volekova, J., Aghova, L., 2006. Practical Training on Nosocomial Infections in a Hospital Environment, Indoor Built Environment Vol:15, No:1,73-76pp. Sneath, P.H.A., Mair, N.S., Sharpe, M.E., Holt, J.G.,1986. Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, Second Edition, Volume one, 1017-1065pp. Sönmez, E., 1998. Damar øçi Kateter Sepsisi. Hastane ønfeksiyonları Dergisi, 4: 193-199s. Stepanovic,S.,Dakic,I.,Morrison,D.,Hauschild,T.,Jezˇek,P., Petra´s,P.,Martel,A.,Vukovic,D.,Shittu,A.,Devriese,L.A.,2005 Identification and Characterization of Clinical Isolates of Members of the Staphylococcus sciuri Group Journal Of Clınıcal Mıcrobıology, Feb. 2005, Vol. 43, No. 2 , 956–958pp. 178 KAYNAKLAR DøZøNø (devam) Stepanovic, S., P. Jezek, D. Vukovic, I. Dakic, and P. Petras. 2003. Isolation of members of the Staphylococcus sciuri group from urine and their relationship to urinary tract infections. J. Clin. Microbiol. Vol: 41, 5262–5264pp. Strausbaugh, LJ:, 2000. Nosocomial Principles and Practice Respiratory Infections. of Infectious Diseases, 5th edition., Philadelphia, 3020-3027pp. Sümerkan, B., 1998. Nozokomiyal Sepsis Etyoloji ve Mikrobiyolojik Tanısı. Hastane ønfeksiyonları Dergisi, Vol: 4: 182-188s. Sümerkan, B., Sterilizasyon Samsun 2002. Vankomisine Dezenfeksiyon ønfeksiyon ve Hastalıkları Dirençli Enterokoklar, Hastane ønfeksiyonları, ve Klinik Mikrobiyoloji Araútırmaları Derne÷i, Samsun, 329-334s. Süngü, A., 2007. Ameliyathane Havalandırma Sistemleri IVF ve Genetik Laboratuvar Havalandırma Sistemleri, , 5. Ulusal Sterilizasyon Dezenfeksiyon Kongresi, østanbul, 466-480s. ùardan, Ç.,Y., 2001. Metisilin Dirençli Staphylococcus aureus ønfeksiyonlarının Epidemiyolojisi ve Kontrolü, II. Sterilizasyon Dezenfeksiyon ve Hastane ønfeksiyonları Kongresi, 25-28 Nisan 2001 Samsun, Kongre Kitabı, 169s. 179 KAYNAKLAR DøZøNø (devam) ùener, K. 2005, Hastane ønfeksiyonları, Gülhane Askeri Tıp Akademisi, (eriúim: www.gata.edu.tr-/kitap, eriúim tarihi: 11.06.2007). Tamer, A.U., Uçar, F., Ünver, E., Karaboz, ø., Bursalıo÷lu, M.H., O÷ultekin (Eltem), R., 1989. Mikrobiyoloji Laboratuar Klavuzu, A.Ü. E÷.Sa÷.ve Bil. Arú. Çalıúma Yayınları , Eskiúehir, No: 74 Tenover FC, Mcgowan JE Jr., 1996. Reasons for the emergence of antibiotic resistance. Am J Med Sci 311: 9-16pp. Tompkins LS, Plorde JJ, Falkow S., 1980. Molecular analysis of R factors from multiresistant nosocomial isolates. J Infect Dis 141:625-31pp. TS, 1989. Mikrobiyoloji-Staphylococcus aureus sayımı için genel kurallar-Koloni sayım tekni÷i, Türk Standartları Enstitüsü, Ankara, TS 6582. Uzun, Ö., 1997. Hastane ønfeksiyonlarının Tanımları. Hastane ønfeksiyonları Dergisi, 1: 5-8s Von Eiff, C., Proctor, RA., Peters, G., 2001 Coagulase-negative staphylococci. Pathogens have major role in nosocomial infections. Postgrad Med. 110(4):p 63-4, 69-70, 73-6. 180 KAYNAKLAR DøZøNø (devam) Vural, T., ùekercio÷lu, AO., Ö÷ünç, D., 1999. Vankomisin dirençli Enterococcus faecium suúu. Ankem Dergisi 13 (1): 1-4s. Wilke, A., 1993. Hastane ønfeksiyonlarının etkenleri ve Antibiyotik Duyarlılıkları. Hastane ønfeksiyonları, 1. Baskı, Güneú Kitabevi, 45-53s. Woo, P. C. Y., Leung, A. S. P., Leung, K W.,Yuen, K. Y., 2001. Identification of slide coagulase positive, tube coagulase negative Staphylococcus aureus by 16S ribosomal RNA gene sequencing, Mol Pathol. 2001 August; 54(4): 244–247pp. Young Suk Won, Hyo Jung Kwon, Goo Taeg Oh, Bang Hyun Kim, Chul Ho Lee, Yong Ho Park, Byung Hwa Hyun,Yang Kyu Choi, 2002. Identification of Staphylococcus xylosus Isolated from C57BL/6J-Nos2tm1Lau Mice with Dermatitis, Microbiol. Immunol., 46(9), 629-632pp. 181 ÖZGEÇMøù KøùøSEL BøLGøLER Soyadı : Aydın Çakır Adı : Nergüze Tel : +90232 3451594 e-posta : [email protected] Do÷um Tarihi : 13 / 08 / 1977 Do÷um Yeri : Kırcali / Bulgaristan EöøTøM BøLGøLERø Bitirilen Akademik Dereceler Derecenin Tipi Ana Çalıúma Alanı Lisans Çevre Biyolojisi Yıl 1994-1998 Üniversite Ege Üniversitesi Çalıúılan Derece: Yüksek Lisans Çalıúması Tezin Adı : Nozokomiyal ønfeksiyonlara Neden Olan Bakterilerin Hastane Atmosferinden øzolasyonu ve ødentifikasyonu Üzerine Bir Çalıúma Enstitü : Ege Üniversitesi, Fen Bilimleri Enstitüsü Yabancı Dil : øngilizce
